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沙门菌是常见的导致食源性细菌疾病的肠杆菌科细菌，主要通过污染食物、饮水引起感染，临床表现为腹痛、腹泻，常见于胃肠炎、肠热病等[1-2]，但也可能发生发病率和死亡率较高的侵袭性疾病，演变为菌血症或影响肺部、中枢神经系统、肾脏、皮下组织、骨骼和关节的局部感染。这类侵袭性疾病主要发生于儿童、老年人、免疫抑制以及营养不良等人群[3-4]。本文报道了一例没有基础疾病、沙门菌致髋关节假体感染并且反复出现皮肤瘙痒的高龄患者。
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患者，女，81岁，10 d前患者因受凉感冒，出现发热、无上呼吸道感染症状，随后出现左侧髋部疼痛。5 d前患者因手术切口肿痛，于外院就诊，怀疑全髋关节置换术后关节腔内感染，予以关节腔穿刺引流、抗感染等治疗，未见明显好转，于2020年10月18日来我院就诊。患者在2003年行右侧髋关节置换术，2006年行左侧髋关节置换术，2012年行右侧髋关节翻修术，2017年行左髋关节翻修术，2020年6月患者因左侧全髋关节翻修术后疼痛，在我院行左髋关节部分翻修术，后因左髋关节翻修术后切口脂肪液化，行3次左髋关节清创+负压装置引流术，引流液细菌培养结果为沙门菌D群。既往一般健康状况良好，青霉素过敏。
入院查体：体温37.3 ℃，心率80次/min，呼吸18次/min，血压120/80 mmHg。专科检查：跛行入病房，左髋部无明显肿胀，左髋部后外侧可见陈旧性手术疤，局部有一肿块，无发红，有压痛，余部位愈合良好。左髋关节活动范围：屈曲85°，后伸0°，内收15°，外展25°，内外旋转15°。辅助检查：盆骨正位DX：盆骨、腰椎退行性改变，双侧人工髋关节置换术后。入院诊断为左髋关节假体感染，诊疗过程见图1。
图 1 患者住院期间治疗时间轴
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关节置换术后假体感染是关节置换术的严重并发症，据报道，关节假体植入后的感染发生率为1%～3%[5-6]，全髋关节置换术后的感染率在0.5%至2%之间[7]，而关节翻修术后假体感染发生的风险是初次置换的2.28倍（OR，2.28；CI，1.26～3.98）[8]。假体感染的发生涉及多个因素，包括患者自身状况、手术时机和手术室环境、以及植入物的选择等[9]。有研究[10]通过多因素Logistic回归分析，表明体重指数(BMI)较大、手术时间长、术后引流多、住院时间长、切口既往手术史、免疫抑制剂使用、术前低蛋白血症、无症状细菌尿以及有表浅感染均是假体感染的独立危险因素 (P<0.05)。本案例患者进行过多次翻修术，前期翻修术后又经多次引流，且住院时间长，这可能是导致该患者假体感染发生的因素。
金黄色葡萄球菌是假体关节感染（PJI）最常见的病原体，而沙门菌是引起PJI的罕见病原体[11]。沙门菌致髋关节假体感染的病例非常罕见，文献中仅有少数报道。国内外研究表明[12-14]，沙门菌引起的PJI通常是一种血行性的局部感染，主要的发病机制是沙门菌通过胃肠道进入血液，然后散播至各组织器官包括骨和关节，由于免疫力低下，原本存在于人体内的沙门菌大量繁殖，当达到一定阈值时，会从细胞内释放入血，从而引发菌血症出现临床症状。因此，沙门菌引起的PJI常见于有基础疾病的人群，如系统性红斑狼疮、镰状细胞病、糖尿病、风湿性关节炎、胶原血管疾病等，使用免疫抑制剂和细胞毒性药物，高龄、酗酒、吸毒等也会增加沙门菌感染的发生率[7, 15-16]。其最常见的症状是急性发热并伴有关节疼痛和肿胀，ESR和CRP水平显著升高[17]。此外，也有文献报道，6例中有2例沙门菌PJI患者在确诊前患有胃肠炎或感染动物接触史引起的腹泻症状[18]，因此，当有上述易感因素的患者出现发热、关节疼痛或胃肠道症状时，提示医生应怀疑沙门菌感染，并及时进行关节腔液或血液、粪便培养以及必要的影像学检查。
本案例患者既往无其他疾病，进行过多次双侧髋关节置换。追问病史与接触史，患者最近几个月无腹泻情况，也无动物接触史，但患者2020年6月左髋关节翻修术后，手术切口愈合不良。怀疑可能是由于手术切口没有彻底愈合，沙门菌经食物带入消化道而进入血液，散播至髋关节，同时因高龄、营养及情绪不佳等致使免疫力低下，从而使得沙门菌在体内大量繁殖，引起手术切口处化脓性感染。
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PJI患者主要有三种治疗方式[19]：①保留假体并清除感染，进行抗菌药物治疗（清创，抗菌药物治疗并保留假体—DAIR）。②移除假体并清除感染，进行抗菌药物治疗：更换假体（一期或二期置换）或不再植入假体（关节融合或切除成形）。③保留假体，长期抗菌药物压制（SAT），不试图完全清除感染。本例患者在2020年6月翻修术后，关节腔液培养出沙门菌，患者无明显感染症状未予以治疗。而出院几天后患者手术切口化脓感染，关节腔液再次培养出沙门菌，予以3次清创及抗菌药物治疗，CRP、PCT等感染相关指标恢复至正常水平患者出院。本次入院，患者关节腔液仍培养出沙门菌，考虑患者高龄，移除假体风险高，医生采取保守治疗，保留患者假体，长期服用抗菌药物压制。沙门菌假体关节感染的抗菌药物选择包括氨苄西林、氯霉素、复方磺胺甲噁唑、第三代头孢菌素和喹诺酮类，这些药物不仅能够杀死繁殖期的细菌，而且能够杀死那些处于静止期并粘附在假体材料上的病原菌。氟喹诺酮类可作为治疗假体关节沙门菌感染的首选药物[13, 15]。鉴于沙门菌菌株的耐药率不断增加，治疗应以药敏试验为依据。临床药师查阅相关文献及指南，并结合药敏结果，向医生推荐复方磺胺甲噁唑（0.96 g，q12 h，po）和左氧氟沙星（500 mg，qd，po）口服序贯治疗，医生接受临床药师的建议。患者出院后临床药师进行了电话随访，提高了患者的用药依从性并对患者的用药安全性进行监护。本案例表明及时清创、早期部件更换和适当的抗菌药物治疗是至关重要的，同时临床药师的参与也是临床治疗中重要的一环。
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沙门菌可引起伤寒和副伤寒，感染了伤寒杆菌的病人75%以上可发生典型的玫瑰疹，但本例患者并无明显可见压之退色的淡红色斑丘疹，排除沙门菌引起瘙痒的可能性，患者既往无过敏性疾病，也无食物过敏史；患者住院期间先后使用了左氧氟沙星、头孢曲松、复方磺胺甲噁唑及亚胺培南-西司他丁抗感染治疗，均出现了皮肤瘙痒。根据我国卫生部对药物不良反应因果关系的评估[20]，患者在上述4种药物滴注期间或滴注后出现皮肤瘙痒，有明确的时间相关性；有文献报道此4种药物均会导致皮肤瘙痒；但由于药物是联合使用的，所以不能排除药物的累加作用。综上分析，患者出现的皮肤瘙痒与此4种药物的因果关系均为“可能”。
有研究报道[21-22]，药物化学结构中的母核、侧链、特有结构均可成为识别位点，若药物之间有相同或相似的结构，则可能发生交叉过敏反应。而根据识别位点的不同，药物之间的交叉过敏反应也会有差异。对于高敏患者来说，其IgE可识别母核或整个分子结构，可能对多种抗菌药物过敏。对于本案例患者，有青霉素过敏史，头孢菌素类、碳青霉烯类与青霉素类均有β-内酰胺环，两类之间可能发生交叉过敏反应，该患者使用头孢曲松和亚胺培南后均出现皮肤瘙痒，这提示该患者可能发生了交叉过敏。同时该患者使用左氧氟沙星和磺胺甲噁唑后也出现皮肤瘙痒，推测该患者为高敏患者，其IgE可识别药物共有结构及特殊结构，因而对多种抗菌药均有过敏反应。
A case analysis of a patient with salmonella infection and allergy to antibiotics
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摘要:
目的 通过临床药师参与髋关节假体感染的治疗，探讨沙门菌感染因素及皮肤瘙痒原因，提高对沙门菌感染的重视度及抗菌药不良反应的药学监护。 方法 通过查阅文献分析沙门菌感染原因及治疗方式，并监护各项指标和患者的临床症状，分析该患者出现皮肤瘙痒的原因，为患者提供合理抗感染治疗方案。 结果 住院期间经过多次抗菌药物调整，患者炎症指标下降，症状体征好转。 结论 虽然沙门菌引起的假体关节感染非常少见，但在临床上也要重视，同时，临床药师在日常工作中均应提高对抗菌药的监护力度。 Abstract:Objective Through clinical pharmacists participating in the treatment of hip prosthesis infection, to explore the factors of Salmonella infection and skin itching, and to increase the importance of Salmonella infection and the pharmaceutical monitoring of adverse reactions of antibiotics. Methods The causes and treatment of Salmonella infection were analyzed by reviewing the literature, monitoring indicators and patient's clinical symptoms, and analyzing the cause of the patient's skin itching, to provide the patient with a reasonable anti-infective treatment plan. Results After several antibacterial drug adjustments during hospitalization, the patient's inflammatory indicators decreased, and the clinical symptoms improved. Conclusion Although the prosthetic joint infection caused by Salmonella is very rare, attention should be paid to the detection of Salmonella. At the same time, clinical pharmacists should increase the monitoring of antibiotics in their daily work. -
Key words:
- Salmonella /
- hip prosthesis infection /
- antibiotics /
- skin itching
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溃疡性结肠炎（ulceractive colitis, UC）属于炎症性肠病的一种，有着较高的发病率，其特征为损伤性炎症，近年来有关其病因及发病机制的研究受到广泛关注，但至今仍不明确[1]。对于溃疡性结肠炎的治疗目前多采用手术、抗感染、糖皮质激素及免疫抑制剂等治疗，但上述治疗手段均为对症治疗，且药物长期使用的不良反应很容易造成疾病复发[2]。因此，探究溃疡性结肠炎的发病机制，将为今后治疗药物的研发提供理论基础。
Metrnl（Meteorin-like）是近年来新发现的神经营养因子，也叫Cometin, Subfatin或是IL-39[3-4]。 Jorgensen等[4]在2012年将Metrnl描述为类似于Meteorin（Metrn）的神经营养因子。Metrnl基因开放阅读框包含4个外显子，由936个碱基对编码311个氨基酸。Metrnl蛋白包含45个N端信号肽序列，切除信号肽后的266个氨基酸构成分子量约为30 000的成熟蛋白分子，整个蛋白分子没有穿膜区域，是一种分泌蛋白。到目前为止，关于Metrnl功能的研究较少，我们前期针对该蛋白相关研究确认Metrnl为一种新的细胞因子，阐明了Metrnl通过PPARγ信号通路介导胰岛素的增敏作用的重要机制[5]。 Jorgensen等[4]报道了Metrnl在神经突触生长和成神经细胞迁移中的神经营养活性。Watanabe等[6]报道，Metrnl是潜伏过程（Latent process，LP）基因，可用于细胞分化和神经突触延伸。脂肪组织Metrnl能促进脂肪细胞分化、改善代谢、抑制炎症从而调节脂肪功能，对抗肥胖引起的胰岛素抵抗[7]。通过检测Metrnl在各种组织中的表达，我们发现Metrnl在人和小鼠胃肠组织中，特别是在肠上皮细胞中都高度表达，并发现肠上皮Metrnl敲除后可以通过抑制肠上皮细胞的自噬而加重溃疡性结肠炎，提示 Metrnl是溃疡性结肠炎的治疗靶点[8]。
肠道微环境形成了良好的微生物群栖息地，肠道微生物群被认为是人体的重要器官，越来越多的研究将这种微生物环境与胃肠道疾病联系起来。肠道菌群在溃疡性结肠炎中起着重要作用，如在无菌状态下，无法制备出某些小鼠结肠炎模型（如IL-10缺陷型小鼠等）[9-10]。也有研究报道，在治疗溃疡性结肠炎患者时，联合使用抗生素也显示出了较好疗效[11]。此外，与健康人群相比，溃疡性结肠炎患者的肠道菌群组成也发生了显著变化[12]。但由于人类肠道菌群的复杂性和多样性，目前尚未清楚某些特定菌属与溃疡性结肠炎发病机制的关系。
因此，本研究聚焦溃疡性结肠炎，从肠道微生态角度出发，探究肠上皮Metrnl对于溃疡性结肠炎的作用以及对肠道菌群调节机制的影响。
1. 材料与方法
1.1 动物、试剂和仪器
雄性C57小鼠（8周龄，20只，16~20 g），上海西普尔-必凯实验动物有限公司（生产许可证号：SCXK(沪)2013-0016）。Villin-cre小鼠[B6.Cg-Tg(Vil1in-cre)1000Gum/J，021504]，2只，16~20 g，美国JAX公司（北京澄天生物科技有限公司代理），生产许可证号：SYXK（京）2018-0016），用于产生肠上皮细胞特异性Metrnl基因敲除小鼠（Metrnl(-/-)）。所有小鼠饲养于相对洁净环境下，使用独立通风系统（individual ventilated cages, IVC）动物房，温度恒定（22~26 ℃），室内明暗交替12 h（08:00至20:00照明），相对湿度为40%~70%，笼内维持正压20~25 Pa，每小时换气60~70次。所有实验动物的使用，都经过海军军医大学动物管理机构的同意和认证，符合实验动物饲养及相关管理规定。所有动物实验均按照美国国家卫生研究院实验动物的护理和使用指南进行，并得到海军军医大学动物伦理委员会的批准。IVC系统购自上海鸣励实验室科技发展有限公司。TRIzol试剂（15596026），美国Invitrogen公司；葡聚糖硫酸钠盐（dextran sodium sulfate，DSS），MFCD00081551，分子量36 000~50 000，美国MP公司，引物，生工生物工程有限公司；包埋机（JB- L5，德国徕卡有限公司）；切片机（RM2126，德国徕卡有限公司）；RT-PCR仪器（ABI 7500系统，美国赛默飞公司）；粪便DNA提取试剂盒（QIAamp Fast DNA Stool Mini Kit，Qiagen, Hilden, 德国）；紫外微量分光光度计（NanoDrop 2000，Thermo Scientific, 美国）；DNA凝胶回收试剂盒（AxyPrep DNA GelExtraction Kit，Axygen Biosciences, 美国）；微型荧光计（QuantiFluor-ST，Promega, 美国）；测序仪（Illumina MiSeq，Illumina, 美国）。
1.2 肠上皮细胞特异性Metrnl基因敲除小鼠的制备
首先按照本课题组已报道的方法[5]制备Metrnlloxp/loxp小鼠。根据报道的Metrnl(-/-)小鼠的繁殖策略[13]，即将Metrnlloxp/loxp小鼠与购买的Villin-Cre小鼠进行交配，产下后代小鼠基因型为Metrnlloxp/wtVillin-Cre。将Metrnlloxp/wtVillin-Cre小鼠和Metrnlloxp/loxp小鼠交配，产生下一代Metrnlloxp/loxpVillin-Cre小鼠。继续与Metrnlloxp/loxp交配，产下的后代，经基因型鉴定分别为Metrnlloxp/loxpVillin-Cre（Metrnl(-/-)）和Metrnlloxp/loxp（Metrnl(+/+)）。
1.3 RT-PCR定量肠道组织Metrnl mRNA表达
按照本课题组已报道的方法[3]，使用TRIzol试剂从肠道组织中提取总RNA，并使用ABI 7500系统进行RT-PCR。最终的20 μl反应混合物包括10 μl SYBR Green，2 μl cDNA模板和1 μl引物。通过重复反应确定平均阈值循环（Ct），将靶基因表达标准化为GAPDH，并使用ΔΔCT方法获得定量测量结果。Metrnl上游引物（F）CTGGAGCAGGGAGGCTTATTT，下游引物（R）GGACAACAAAGTCACTGGTACAG；GAPDH上游引物（F）GTATGACTCCACTCACGGCAAA，下游引物（R）GGTCTCGCTCCTGGAAGATG。
1.4 DSS诱导肠炎模型制备
雄性C57小鼠（8周龄）于实验室适应2周后，按照本课题组已报道的方法进行模型制备[7]，将DSS溶于水中，分别至终浓度为3%和1%，让小鼠自由饮用。
小鼠溃疡性结肠炎疾病程度评分，按照我们之前已报道的的评分标准进行评分[8]，对体重下降程度、大便性状、血便情况共3部分分别进行评分，然后进行加和，计算总分数。具体评分标准如下（表1）。
表 1 小鼠溃疡性结肠炎疾病程度评分表疾病评分 体重下降 (%) 大便性状 大便潜血 0 <1 正常 阴性 1 ≥1-5 - + 2 ≥5-10 软 ++ 3 ≥10-15 - +++ 4 ≥15 腹泻 ++++ 注：“-” 无此性状；“+” 潜血程度。 1.5 结肠长度检测及HE染色
小鼠处死后，取整个结肠部位，测量长度进行比较。然后将结肠下段部位组织用4％多聚甲醛固定，石蜡包埋，切片机切至4 μm的切片，按照之前的实验方法[14]，进行HE染色，染色后在光学显微镜下观察炎症细胞浸润情况，组织损伤情况并拍照记录。
1.6 肠道菌群测定
使用16S核糖体RNA基因测序技术检测肠道菌群。为了进行样品收集和DNA提取，从实验小鼠中收集粪便样品，并在取样后3h内将其冷冻在−80°C下。使用QIAamp Fast DNA Stool Mini Kit进行DNA提取。使用NanoDrop 2000测量细菌DNA的浓度。然后，将16S核糖体RNA基因测序用于检测细菌DNA。基因的V3-V4区域使用FastPfu聚合酶通过条形码索引引物（338F和806R）进行PCR扩增。然后通过AxyPrep DNA GelExtraction Kit，凝胶提取纯化扩增子，并使用QuantiFluor-ST进行定量。将纯化的扩增子以等摩尔浓度合并，并使用Illumina MiSeq仪器进行末端配对测序。
1.7 微生物宏基因组学分析
16S rRNA测序数据由Quantitative Insights Into Microbial Ecology平台（V.1.9.1）处理，并进行了MegaBLAST搜索，将生物分类单位的读数（OTU）与国家生物技术信息中心16S rRNA数据库中的参考序列比对。按照文献报道的方法[15]进行宏基因组学分析，从16S rRNA序列推算肠道微生物组的基因组，并且对每个样品的基因含量进行了预测。
1.8 统计分析
本实验结果数据以（
$\bar x $ ±s）表示，使用SPSS18.0软件进行统计分析。多组以上比较采用单因素方差分析（One-way ANOVA），各组与正常对照组比较采用Dunnett t检验法，两组比较采用独立样本t检验。以P<0.05为差异具有统计学意义。2. 结果
2.1 Metrnl(-/-)小鼠未表现结肠炎症状
我们构建了肠上皮细胞特异性Metrnl基因敲除（Metrnl(-/-)）小鼠，并检测了Metrnl mRNA在大肠和小肠组织中的表达。结果表明，Metrnl(-/-)小鼠中Metrnl mRNA的表达在结肠和小肠组织中极低（图1A）。 HE结肠切片显示Metrnl(-/-)和Metrnl(+/+)小鼠之间均无组织损伤和炎症细胞浸润（图1B）。以上结果表明，肠上皮细胞特异性Metrnl基因敲除后不会诱发溃疡性结肠炎。
2.2 溃疡性结肠炎模型制备条件的选择
在建立DSS诱发的溃疡性结肠炎模型之前，为了选择最佳的观察时间和DSS给药浓度，我们分别选择3％DSS和1％DSS进行造模，并观察了不同DSS浓度下C57小鼠的存活时间。结果显示，在3％DSS组的第6天，出现了小鼠死亡；直至给药10 d，全部小鼠死亡（图2A）。在1％DSS组中，未观察到小鼠死亡。与对照组相比，3％DSS组的小鼠体重在第5天时显著性降低（P<0.05），而1％DSS组的体重并无显著改变（图2B）。同样，与对照组相比，3％DSS组小鼠DAI增加（P<0.05），结肠长度显著性缩短（P<0.05），而1％DSS组在疾病活动指数、结肠长度方面均无明显变化（图2C-D）。 组织形态学方面，3％DSS组表现出结肠炎表型，具有明显的组织损伤，而对照组并无明显变化（图2E）。因此，我们选择3％DSS和5 d的给药时间作为后续实验条件。
2.3 Metrnl缺乏对DSS诱导的溃疡性结肠炎的影响
给予Metrnl(-/-)和Metrnl(+/+)小鼠3％DSS后，两组小鼠均表现出溃疡性结肠炎症状，其特征为持续的体重减轻、疾病活动指数增加、血性腹泻、结肠长度缩短以及结肠炎症（图3）。在此过程中，在给药后第5天时，与Metrnl(+/+)小鼠体重减轻（−8.27± 1.32）%相比，Metrnl(-/-)小鼠的体重减轻（−14.92±1.05）%，具有统计学差异（P<0.05，图3A）；与Metrnl(+/+)小鼠的疾病活动指数（6.00±1.63）相比，Metrnl(-/-)小鼠显著增加至（9.67±1.38）（P<0.05，图3B）；与Metrnl(+/+)小鼠结肠长度（7.08±0.89 cm）相比，Metrnl(-/-)小鼠结肠更短（5.77±0.58 cm）（P<0.05）（图3D）；为了排除上述差异不是由小鼠摄入不同量的3%DSS引起的，我们还检测了两组小鼠的饮水量。结果显示两组小鼠饮水量之间并无显着差异（图3C）。
图 3 Metrnl敲除后对DSS诱导的溃疡性结肠炎的影响A. 体重；B.疾病评分；C.水摄入量；D.结肠长度；E.结肠组织HE染色P<0.05，与DSS-Metrnl(+/+)组比较。2.4 Metrnl缺乏对DSS诱导的溃疡性结肠炎小鼠的菌群平衡的影响
我们通过高通量16S rRNA基因测序，检测了Metrnl对DSS诱导的溃疡性结肠炎小鼠模型中肠道菌群的影响。应用Chao1 丰度估计量（chao1 richness estimator），香农多样性指数（shannon diversity index），辛普森多样性指数（simpson diversity index）三种指标评价各组小鼠中菌群的Alpha多样性（图4A-C）。结果显示，在未进行DSS造模之前，Metrnl(-/-)和Metrnl(+/+)小鼠的Alpha多样性并无显著差异；而进行3%DSS造模后，Metrnl(-/-)和Metrnl(+/+)小鼠出现了差异，其中Metrnl(-/-)小鼠多样性显著下降（图4A-C）。主成分分析显示，在给予3%DSS造模后的Metrnl(-/-)和Metrnl(+/+)小鼠之间微生物的组成显著不同（图4D）。检测小鼠粪便微生物组成，结果显示，在“门”这一层面，给予3%DSS后拟杆菌门（Bacteroidetes）、厚壁菌门（Firmicutes）和变形杆菌门（Proteobacteria）在Metrnl(-/-)和Metrnl(+/+)小鼠间存在显著的不同（图4E）。在Metrnl(-/-)小鼠中，Bacteroidetes和Proteobacteria显著降低，而Firmicutes显著升高。在“纲”这一层面，发现给予DSS后，Metrnl(-/-)和Metrnl(+/+)小鼠间拟杆菌纲（Bacteroidia）和梭菌纲（Clostridia）具有显著差异。值得注意的是，拟杆菌纲（Bacteroidia）属于拟杆菌门（Bacteroidetes）；梭菌纲（Clostridia）属于厚壁菌门（Firmicutes）（图4F）。为了进一步探究影响给予DSS后造成Metrnl(-/-)和Metrnl(+/+)小鼠间状态的原因，我们又在“目”层面进行了检测，结果显示（图4G），拟杆菌目（Bacteroidales），属于杆菌纲（Bacteroidia）；梭菌目（Clostridiales），属于梭菌纲（Clostridia）发生了显著改变。
图 4 肠上皮Metrnl 敲除对DSS诱导的溃疡性结肠炎小鼠肠道菌群动态平衡的影响A. Chao1丰度估计量；B.香农多样性指数；C.辛普森多样性指数；D.主成分分析；E.门水平上的丰度；F.纲水平上的丰度；G.目水平上的丰度P<0.05，与DSS-Metrnl(+/+)组比较。3. 讨论
本研究用DSS诱导溃疡性结肠炎小鼠模型并从对肠道微生物影响的角度出发，探究肠上皮Metrnl特异性敲除对于肠道菌群调节的影响以及对溃疡性结肠炎的作用。发现Metrnl在溃疡性结肠炎小鼠模型中具有保护的功能，该效应可能是Metrnl通过对肠道菌群的调节所致。 近期有一篇关于Metrnl改善克罗恩氏病（CD）的报道，该研究表明肠系膜脂肪组织与肠道存在交互作用，发现小鼠在给予Metrnl后，可通过激活STAT5/PPARγ信号通路，从而达到促进脂肪细胞分化来减轻肠系膜脂肪组织病变的作用[16]。该研究表明Metrnl确实可以影响炎症性肠病的发生发展。除此以外，我们进一步证实了，肠上皮特异性Metrnl敲除后可以加重DSS诱导的溃疡性结肠炎，并且该作用是通过抑制AMPK-mTOR-p70S6K通路，下调了肠上皮细胞自噬水平产生的[7]。
肠道微环境形成了合适的微生物群栖息地，已证明会影响多种消化系统疾病的发生[17]。肠道菌群稳态的紊乱已被广泛认为与炎症性肠病的发病机制和进展密切相关[8]。肠道菌群主要有三种功能，分别是代谢作用，保护作用和营养作用[18-19]。正常人肠道中在“门”这一层面，主要有四类微生物群，包括拟杆菌门（Bacteroidetes）、厚壁菌门（Firmicutes）、放线菌门（Actinobacteria）和变形杆菌门（Proteobacteria）[20-21]。
溃疡性结肠炎的主要特征是有益细菌的减少。拟杆菌门（Bacteroidetes）是革兰阴性厌氧细菌，构成了哺乳动物胃肠道中主要微生物群[22]。目前认为，拟杆菌门可以通过免疫调节和维持体内平衡而对宿主发挥有益作用。据报道，拟杆菌门可以通过分泌多糖A（polysaccharide A, PSA）来增强抗炎因子IL-10的mRNA表达[23-24]。本研究结果显示出类似趋势，在给予3%DSS进行溃疡性结肠炎造模后，Metrnl(-/-)小鼠症状更加严重，与Metrnl(+/+)小鼠相比，其拟杆菌门的成分显著下降。然而，拟杆菌门在溃疡性结肠炎中并不完全有益。有报道显示，拟杆菌门可以侵入肠道组织并引起个别患者的肠道损伤[25]。因此针对该类菌属的作用还有待进一步验证。除此以外，由于SCFA具有增强肠壁屏障和免疫系统的作用，从而有助于抵抗病原体，因此产生SCFA的菌群目前认为对人体是有益的，例如Faecalibacterium prausnitzii，Roseburia或Eubacterium[26-28]。放线菌门（Actinobacteria）中的双歧杆菌属（Bifidobacterium）也是有益菌群[29-30]。然而，在该属中发现了有争议的结果，因为有研究报道显示，与对照组相比，溃疡性结肠炎患者的Bifidobacterium增加了[31- 32]，其原因可能是疾病程度的造成的。因此，需要进一步的研究来阐明该有益菌群在溃疡性结肠炎中的作用。
相反的，目前很多研究显示菌群在溃疡性结肠炎中显著增加，如变形杆菌门（Proteobacteria）下的黏附侵入性大肠杆菌属（adherent-invasive Escherichia coli）和巴斯德杆菌属（Pasteurellaceae），厚壁菌门（Firmicutes）下的韦荣氏球菌属（Veillonellaceae）和瘤胃球菌属（Ruminococcus gnavus），梭杆菌属（Fusobacterium）。我们的研究结果也显示出类似趋势，在给予DSS后，与Metrnl(+/+)小鼠相比，Metrnl(-/-)小鼠的厚壁菌的成分显著上升。除此以外，以下菌属也被认为具有潜在致病性，如大肠杆菌属（Escherichia），沙门菌属（Salmonella），耶尔森菌属（Yersinia），脱硫弧菌属（Desulfovibrio），幽门螺杆菌属（Helicobacter），弧菌属（Vibrio）[31, 33-36]。目前报道较多的是黏附侵入性大肠杆菌，此种细菌能够黏附并穿过肠道黏液屏障，侵入肠道上皮层，促进TNFα分泌和炎症的发生[37-38]。本研究表明，肠上皮特异性Metrnl敲除后，在3%DSS诱导的溃疡性结肠炎模型中，导致肠道菌群动态平衡的进一步紊乱，表明恢复菌群动态平衡对于治疗溃疡性结肠炎至关重要。
需要注意的是，大量研究表明，目前并没有明确具体的哪一种微生物群对人体是有益的，因为每个人的菌群特征都不同。一般而言，只有相对平衡的微生物群，才能最佳地维持人体的代谢和免疫功能以及预防疾病的发展。在健康的肠道中，病原菌和共生菌群可以共存而不会出现问题。但是，这种平衡的任何紊乱都会导致营养不良，从而改变微生物与宿主之间的相互作用[39]。尽管目前普遍认为溃疡性结肠炎中肠环境平衡的破坏是显著发生的，但是造成肠道平衡紊乱的生物学机制的仍然未知，并且不清楚这种紊乱究竟是造成溃疡性结肠炎的原因还是结果。
本研究仍存在不足。首先，肠道微生态对溃疡性结肠炎的保护作用的详细机制仍未探究清楚，特别是肠道中存在的主要4类微生物群（拟杆菌，厚壁菌，放线菌，变形杆菌）对溃疡性结肠炎的作用还有待证实。其次，肠上皮特异性Metrnl敲除后通过调节肠道菌群的组成，从而加重3%DSS诱导的溃疡性结肠炎的作用证据仍不十分充分，需要今后在进一步的研究中加以阐明。
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