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随着唑类抗真菌药物的长期广泛使用，真菌耐药的问题更加凸显[1]。目前，临床上从患者体内分离出的真菌以念珠菌为主，而其中白念珠菌占比40%以上[2]。然而，抗真菌药物极为有限，迫切需要研发新的抗真菌药物。
近年来，靶向于真菌线粒体的药物是抗真菌药物研究的重要方向，如正在开展临床研究的F901318、聚酮类化合物Ilicicolin-H等 [3-4]。课题组前期在靶向线粒体的药物研究中发现，亲脂性吡啶鎓盐可以破坏白念珠菌的线粒体功能，发挥抗真菌作用，其中带正电荷的吡啶鎓结构是其抗真菌活性的关键[5-6]。为了进一步筛选通过阳离子靶向线粒体的新骨架类型的化合物，我们从国外ChemDiv化合物库，筛选了具有吡啶鎓结构的化合物，考察其抗真菌活性。其中N1~N9是已知化合物，但此前并未有该类化合物应用于抗真菌领域的相关报道。本文通过研究其体外抗真菌效果，探讨其作为抗真菌先导化合物。
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洁净工作台[HPeafe-1200LC(A2)上海力申科学仪器有限公司]；振荡培养箱（HZ-2111K-B江苏太仓市实验设备厂）；微量加样器（Biohit）；小型冷冻离心机（HitachiCT15RE）；蒸汽灭菌锅（KG-SX500 KAGOSHIMA SELSAKUSYO，Japan）；多功能酶标仪（TECAN Infinite M200）；倒置相差显微镜（Amersham Pharmacia AMG EVOS×1）；紫外分光光度计（Amersham Biosciences Μltrospec10）。
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白念珠菌标准菌株SC5314由美国Georgetown大学William A Fonzi教授赠送，临床分离的10株氟康唑耐药的白念珠菌（103、538、876、311、911、849、100、32、1010）、隐球菌2株、光滑念珠菌1株、热带念珠菌1株、近平滑念珠菌1株、克柔念珠菌1株，来自海军军医大学附属长征医院、长海医院皮肤科并经生化和形态学鉴定，N1-N9化合物购自ChemDiv，Inc，二甲基亚砜（DMSO）购自博光生物试剂有限公司，酵母提取物、甘露醇、营养肉汤购自BD公司，蛋白胨、葡萄糖、琼脂购自上海生工生物技术有限公司，RPMI1640购自Gibco公司，氟康唑购自阿拉丁试剂有限公司。
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将保存在SDA固体培养皿的白念珠菌单克隆菌株转接到1 ml YEPD培养基，30 ℃、200 r/min，培养过夜，使真菌菌株处于指数生长平台期。①洗菌：将活化好的菌株转移到1.5 ml离心管中，用无菌PBS缓冲液洗3次，再用1 ml PBS重悬。②调节浓度：用RPMI 1640稀释菌液至终浓度为（1～5）×103 CFU/ml。③制备药敏实验板：取96孔板，第1列加入100 μl RPMI 1640液体培养基做空白对照；第12列加入100 μl上述菌液做阳性对照；第2～11列采用倍比稀释的方法制成不同梯度的加药处理菌液，于30 ℃恒温培养过夜，用酶标仪在λ=630 nm测吸光度（A630）值，使A值下降80%以上的对应的药物浓度为MIC80值[7]。
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在N系列化合物中筛选活性较强的化合物N2进行进一步的抗真菌谱测定。菌株活化、菌液浓度调节、药敏反应板制备、测定A值(600 nm)值同上，更换实验室常用的菌株，测定化合物N2对多种真菌的作用，重复上述实验步骤进行实验。
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稀释菌液至1×106 CFU/ml，均匀涂布于2个SDA固体培养基上并在2块培养基上分别放置5片小圆纸片。取一块培养基，在5片纸片上分别滴加0、0.25、0.5、1、2 μg N2化合物，另一块按相同方式滴加等量氟康唑。于恒温箱中30 ℃培养24 h后观察并记录2块培养皿上的抑菌圈大小及形态。
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生长曲线测定：菌株活化、洗菌步骤同前所述，用YPD培养基稀释菌液至1×106 CFU /ml（A630=0.01）。取3支摇菌管加入相同起始菌液量，并对各管进行加药处理，使3支摇菌管中N2浓度分别为0、2、4 μg/ml。30 ℃、200 r/min振荡培养。分别在0、3、6、9、12、24 h测定各管菌液的A值(630 nm)。以A值(630 nm)值对时间做时间-生长曲线[8]。
杀菌曲线测定：菌株活化、洗菌步骤同前所述，用RPMI 1640培养基稀释菌液至1×103 CFU /ml。取4支摇菌管，各加入1 ml菌液和一定浓度的N2化合物，使4支摇菌管的药物浓度分别为0、2、4、8 μg/ml。30 ℃、200 r/min振荡培养。分别在0、3、6、9、12、24 h取100 μl菌液，用无菌PBS以10倍浓度梯度稀释，各取100 μl涂于SDA固体培养基表面，30 ℃静置培养24 h～48 h后统计培养基内的菌落克隆数。以lgCFU/ml对时间做时间-杀菌曲线[9]。
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N2化合物对于白念珠菌菌丝形成诱导影响：过夜活化的白念珠菌SC5314分别用Spider培养液和RPMI 1640培养液稀释至菌浓度为5×105 CFU/ml，分别加药使N2终浓度为0.5、0.25、0.125 μg/ml。空白对照加入同体积的DMSO，充分混匀，转移至12孔板中，37 ℃，静置培养3 h，倒置显微镜观察菌丝形态。
XTT法测定N2化合物抗生物被膜形成实验：活化白念珠菌SC5314，离心后去除培养基，用无菌PBS洗菌3次，然后用RPMI 1640液体培养基稀释菌液至1×106 CFU/ml。取TC处理的96孔板制备反应板，37 ℃恒温培养培养30 min，使细胞沉降黏附在孔板底面。然后吸弃上清，用PBS缓冲液洗涤3次。在处理完成的96孔板第一列加入RPMI 1640培养基，第12列加入菌液，第2~11列每2列为一组，分别加入一定量的N2化合物使其浓度为32、16、8、4、2 μg/ml。将96孔板置于恒温培养箱中37 ℃静置培养24 h，随后吸弃上清液并用PBS洗涤3次。之后每孔加入200 μl XTT/Menadione溶液，37 ℃避光孵育3 h。每孔吸取100 μl 上层液体并转移到另一块96孔板对应的位置，用酶标仪测定各孔A值(490 nm)[10-11]。
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为进一步明确N2化合物对白念珠菌细胞壁和细胞膜的影响，研究设置了2组白念珠菌。一组用2 μg/ml的N2化合物处理，另一组不进行加药处理，作为对照。处理16 h后用2%的戊二醛固定，随后采用透射电镜详细观察2组白念珠菌的形态结构。
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在RPMI 1640培养液中，采用临床分离的氟康唑耐药白念珠菌103和538（氟康唑单用时，MIC80>32 μg/ml），考察N系列化合物的抗真菌活性。通过对N系列化合物9种衍生物的体外抗真菌活性研究发现，N系列化合物中N2、N6和N8单用对白念珠菌均有一定的抗真菌活性，而N2化合物的MIC最低，为0.5 μg/ml和1 μg/ml，抗真菌作用显著，这些结果表明吡啶鎓类化合物具有体外抗真菌活性，后续可以通过结构改造进一步获得活性更高的类似物开展深入研究。结果见表1。
表 1 N系列化合物对氟康唑耐药白念珠菌103和538的MIC80值
化合物 结构式 白念珠菌103 MIC80 (μg/ml） 白念珠菌538 MIC80 (μg/ml) N1 
>16 >16 N2 
0.5 1 N3 
>16 16 N4 
>16 >16 N5 
>16 >16 N6 
8 8 N7 
>16 >16 N8 
16 8 N9 
>16 >16 -
通过对N1-N9化合物的初步筛选，发现N2的抗真菌活性最强。因此，我们选定N2进行了抗真菌谱的考察。为探究临床常见致病真菌对N2化合物的敏感性，选用国际标准菌C. albicans SC 5314以及9种氟康唑耐药的白念珠菌（C. albicans 876、C. albicans 311、C. albicans 538、C. albicans 103、C. albicans 911、C. albicans 849、C. albicans 100、C. albicans 32、C. albicans 1010）、隐球菌（Cryptococcus H99、Cryptococcus 32609）、光滑念珠菌C. glabrata 537、热带念珠菌C. tropicalist 293、近平滑念珠菌C. parapsilosis 22019、克柔念珠菌C. krusei 463，用微量液基稀释法测定了这些菌株对应的MIC80值。通过不同菌株对应的MIC80值可以发现，N2化合物对这些临床上常见的致病真菌均起到了明显的抑制作用，结果见表2，这些结果表明吡啶鎓类化合物N2具有广谱的抗真菌活性，对于临床常见的具有致病性的酵母菌均有较强的体外抗真菌活性。
表 2 N2化合物处理后菌株对应MIC80值
菌株名称 N2 MIC80（μg/ml） C. albicans SC5314 0.5 C. albicans 876 1.0 C. albicans 311 0.5 C. albicans 538 1.0 C. albicans 103 0.5 C. albicans 911 0.5 C. albicans 849 1.0 C. albicans 100 1.0 C. albicans 32 0.5 C. albicans 1010 1.0 Cryptococcus H99 1.0 Cryptococcus 30609 2.0 C. glabrata 537 0.5 C. tropicalis 293 0.5 C. parapsilosis 22019 0.5 C. krusei 463 2.0 -
通过纸片扩散法，我们以氟康唑为对照探究了N2化合物的抑菌效果。结果显示，相同剂量下，N2化合物和氟康唑均可在培养皿上形成圆形抑菌圈，直径随药量增加而增大。N2化合物处理组抑菌圈内无散在菌落，边界清晰，在培养皿上形成的抑菌圈直径明显大于氟康唑处理组。据此，我们可以认为N2化合物体外抑菌效果优于氟康唑。N2化合物处理组内部无克隆生长提示N2化合物可能具有一定的杀菌能力而不仅仅是抑制作用，结果如图1。
图 1 纸片扩散法抑菌实验单位（m/μg）
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为了进一步考察N2对白念珠菌的抑制作用，测定了N2抑制白念珠菌的时间-生长曲线。A值(600 nm)反映了白念珠菌的生长情况，通过不同时间点的测定发现，浓度为2 μg/ml时，N2对白念珠菌的生长增殖有明显的抑制作用（P<0.05），白念珠菌在12 h内，A值(600 nm)的值几乎没有升高，而在24 h时，A值(600 nm)的值仍显著低于未加药组。当N2的浓度增加至4 μg/ml时，白念珠菌在24 h内几乎不能增殖，A值(600 nm)与起始的测定值相当，结果如图2。上述结果表明，化合物N2具有明显的抑制真菌增殖的作用。
图 2 生长曲线
为明确化合物N2是否有杀菌功效，我们使用N2化合物处理白念珠菌后，进行涂板培养。测定了0、3、6、9、12、24 h培养基内存活的菌落数。通过测定N2化合物浓度为0、2、4、8 μg/ml时对应的时间-杀菌曲线，发现N2浓度为8 μg/ml时，可以显著降低培养基中白念珠菌的数量，显示出明显的杀菌活性。当N2浓度为2 μg/ml时，白念珠菌3 h时数量减少，而后续数量会增加，提示2 μg/ml 的N2基本不能杀灭培养基中的白念珠菌，结果如图3。上述结果表明，白念珠菌在低浓度时发挥抑菌活性，而当浓度升高时，展现出杀菌活性。
图 3 杀菌曲线
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酵母态向菌丝态的转换是白念珠菌在体内发生侵袭的重要过程。为了考察N2对白念珠菌菌丝形成的抑制作用，我们采用了不同的菌丝诱导模型考察化合物N2对白念珠菌菌丝形成的作用。结果显示，37 ℃条件下，无论在菌丝诱导培养基YPD+FBS%或RPMI 1640培养基中，当N2的浓度高于1 μg/ml时，白念珠菌基本维持在酵母态，菌丝形成被完全抑制，结果如图4。同时，化合物N2的菌丝抑制的浓度与表2中检测的MIC80值相当，这一结果表明，化合物N2在1 μg/ml以上的浓度时，可以同时抑制菌丝形成和白念珠菌增殖。
图 4 N2处理后白念珠菌菌丝形态
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采用XTT法考察了化合物N2对白念珠菌被膜形成的抑制作用。结果显示，在RPMI 1640培养基中，4 μg/ml和8 μg/ml的N2可以抑制约50%的被膜形成，而当浓度继续升高至16 μg/ml或32 μg/ml时，N2对被膜的抑制率到达70%左右，结果如图5。上述结果表明化合物N2可以显著抑制白念珠菌的被膜形成，后续的结构改造和深入研究可以为抗被膜形成药物的研发提供新的方向。
图 5 N2抑制白念珠菌的生物被膜形成
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通过对比N2化合物处理组和对照组白念珠菌的电镜照片，结果如图6，我们发现：N2处理后，白念珠菌的表面绒毛状明显增厚，细胞壁分布不均，细胞膜内层变薄，由此推断可能是几丁质和β-1，3-葡聚糖变少。因此，N2化合物可能主要通过损伤白念珠菌细胞膜和细胞壁发挥杀真菌作用。
图 6 白念珠菌透射电镜照片
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近年来，随着免疫抑制剂的广泛使用、手术介入和免疫缺陷患者的增多，系统性真菌感染的发病率逐年攀升。但抗真菌药物的研发进展缓慢，现有的几类抗真菌药物在长期使用后也逐渐出现了耐药性。为解决临床真菌感染的问题，研发新的抗真菌药物意义重大。本课题组长期致力于抗真菌化合物的筛选和机制研究，前期在基于破坏真菌线粒体功能的研究中发现，亲脂性吡啶鎓盐具有较好的线粒体靶向性和抗真菌活性，因此课题组拓展了化合物的结构类型，本研究中考察了亲脂性吡啶鎓盐的作用。通过体外MIC测定和抗菌谱筛选发现了3个具有抗真菌活性的化合物N2、N6和N8，其中N2结构中含有2个叔丁基的苯环结构，N6含有一个长饱和碳链，均增加了吡啶鎓盐的亲脂性，这些亲脂性基团可能有利于增强吡啶鎓盐的抗真菌活性。后续可以根据上述结构，开展进一步的结构改造。研究前期通过体外筛选结果表明，N2化合物具有体外抗真菌活性较高和抗真菌谱广泛的特点，对包括部分氟康唑耐药菌在内的临床常见致病念珠菌和隐球菌均有一定的抑制作用。尤其是对临床上造成感染问题最为严重的白念珠菌，N2化合物展现出较强的抗菌效果，能够高效地抑制和杀伤白念珠菌。而杀真菌药物是近年来研究的重要方向，通过杀菌活性将体内的念珠菌彻底清除，可以减少念珠菌感染的复发问题，缩短真菌感染的治疗周期。
本研究有望为抗真菌药物研发提供新的思路，但目前涉及的机制研究尚不深入，后续将基于吡啶鎓盐的线粒体靶向性，考察其对线粒体的形态、膜电位、线粒体DNA和线粒体能量代谢的影响，进一步明确该类化合物的作用机制，为后续的结构改造和靶点研究提供理论支撑。
Investigation on the antifungal activity of pyranium derivatives N2
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摘要:
目的 研究N2系列化合物的抗真菌作用。 方法 利用微量液基稀释法考察化合物N2系列化合物的体外抗真菌活性；在菌丝和被膜诱导条件下考察N2化合物对白念珠菌菌丝和被膜形成的抑制效果。 结果 N2化合物对临床常见条件致病真菌白念珠菌有明显抗真菌活性； N2化合物可以明显抑制白念珠菌菌丝生长和被膜的形成；N2化合物可以通过损伤白念珠菌细胞膜和细胞壁发挥杀菌作用。 结论 N2化合物具有较为广泛的抗真菌谱，能起到明显的体外抗真菌效果，对真菌菌丝和生物被膜的形成均有明显的抑制作用，可以认为N2化合物具有抗真菌潜力，可作为先导化合物，指导进一步改造。筛选获得了具有抗真菌活性的N2化合物，为抗真菌药物研发和解决真菌耐药问题提供新思路。 Abstract:Objective To study the antifungal activity of N2 derivatives. Methods The anti-fungal activity of N2 compounds was investigated by micro-liquid dilution. Then the activity of N2 compounds on hyphal and biofilm formation was investigated. Results N2 compounds had significant antifungal activity against Candida albicans. It also expressed actively inhibitory effect on hyphal and biofilm formation. The mechanism of its fungicidal function was to damage the structure of candida albicans’ cell membrane and cell wall. Conclusion The results showed that N2 had obvious antifungal activity against Candida albicans., which provided a new idea for the development of antifungal drugs and the solution of antifungal drugs resistance. -
Key words:
- N2 compound /
- antifungal activity /
- Candida albicans /
- hyphae formation
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花椒为芸香科植物红花椒Zanthoxylum bungeanum Maxim.或青花椒Zanthoxylum schinifolium Sieb.et Zucc.的干燥成熟果皮，味辛，性温，具有温中止痛、杀虫止痒的功效，主治脘腹冷痛、呕吐泄泻、虫积腹痛[1]。生物碱是花椒的主要特征性成分，组成丰富、结构多样，具有抗炎、镇痛、抗菌、抗氧化、降脂和抗肿瘤等多种药理活性[2-8]。其中，不饱和脂肪酰胺类生物碱如羟基-α-山椒素（HAS）、羟基-β-山椒素（HBS）已经被证实能够调节脂质代谢，对非酒精性脂肪肝病等代谢性疾病的预防具有潜在效果[9]。然而，对花椒生物碱的制备、富集纯化工艺优化的研究较少。花椒生物碱高效提取与纯化是其后续活性评价和产品开发的基础，有利于花椒药用价值的深度开发，因此优化花椒生物碱的富集纯化工艺具有重要意义。
大孔吸附树脂法是最常用的富集纯化手段，具有选择性好、吸附能力强、富集效果好、环保绿色等优点，在中药材、中药制剂方面应用广泛[10-11]。因此，本实验以HAS、HBS的得率为指标，筛选适宜纯化花椒生物碱的大孔树脂类型，采用单因素实验和正交试验确定树脂的最佳吸附、除杂、洗脱条件，建立大孔树脂富集纯化花椒生物碱的最佳工艺。采用超高效液相色谱-四级杆-飞行时间质谱（UPLC-Q-TOF-MSE）技术鉴定成分，以期为花椒生物碱的物质基础研究和进一步的综合开发利用提供科学依据。
1. 材料
1.1 样品
花椒药材（批号：20220705-2，购于陕西省渭南韩城市），经海军军医大学张成中副教授鉴定为芸香科花椒属红花椒（Zanthoxylum bungeanum Maxim）的干燥果皮。
1.2 仪器与试剂
1260型高效液相色谱仪（美国安捷伦公司）；Acquity I-CLASSTM UPLC 超高效液相色谱系统、Xevo G2-XS 四级杆串联飞行时间质谱（美国沃特世科技有限公司）；R-100型旋转蒸发仪（瑞士步琦有限公司）；DZF-6050型真空干燥箱（巩义市予华仪器有限责任公司）；XS205DU电子分析天平（梅特勒托利多科技公司）。
HAS对照品（纯度≥98%，批号：P2834270，源叶）；HBS对照品（纯度≥98%，批号：P2832664，诗丹德）；95%乙醇（分析纯，上海泰坦科技股份有限公司）；甲酸、甲醇、乙腈（色谱纯，赛默飞世尔科技公司）；APS-17型、NKA-9型、HP-20型、AB-8型大孔吸附树脂（沧州宝恩吸附材料科技有限公司）；HPD-400型大孔吸附树脂（上海一飞生物科技有限公司）；HP-20型大孔吸附树脂（日本三菱化学株式会社）。
2. 方法
2.1 花椒中生物碱成分含量测定方法的建立
2.1.1 溶液的配制
称取50 g花椒于圆底烧瓶中，加入500 ml的50%乙醇，95℃水浴加热，回流提取1 h，共提取3次。过滤后合并滤液，45℃减压浓缩至无醇味，过滤，加水分散至250 ml，即得上样液。
取216 ml上样液，上样于直径为2.7 cm、高度为18.9 cm的三菱HP-20型大孔树脂柱，动态吸附30 min，静置1 h后，取216 ml 20%乙醇除杂24 min；540 ml 80%乙醇洗脱1 h。收集洗脱液，45℃减压浓缩并干燥，即得提取物粉末。
对照品溶液：精密称定HAS、HBS对照品适量，加50%乙醇定容，分别制成0.61 mg/ml、0.11 mg/ml的对照品溶液。
供试品溶液：精密称定适量提取物粉末，加50%乙醇定容后，0.45 μm微孔滤膜过滤，即为供试品溶液。
2.1.2 色谱条件
色谱柱：Agilent ZORBAX Eclipse Plus-C18柱（2.1 mm×100 mm, 1.8 μm）；流速：0.3 ml/min；检测波长：270 nm；柱温：30℃；进样量：5 μl。流动相：乙腈（A）-0.1%三乙胺（B）；洗脱梯度：0~18 min，10%→35%A；18~30 min，35%→50%A；30~36 min，50%→90%A，36~39 min，90%A，39~40 min，90%→10%A。
2.1.3 线性关系
取HAS对照品溶液、HBS对照品溶液0.2、0.5、1.0、2.0、4.0 ml置于5个5 ml容量瓶中，50%乙醇定容至刻度，摇匀后得到系列梯度浓度的标准工作溶液，0.45 μm微孔滤膜过滤，在“2.1.2”项下色谱条件下进样。
2.1.4 精密度
取“2.1.1”项下对照品溶液2.0 ml置于5 ml容量瓶中，50%乙醇定容至刻度，混匀后0.45 μm微孔滤膜过滤，连续进样6次。
2.1.5 稳定性
取“2.1.1”项下的供试品溶液，于0、1、2、4、8、24 h分别进样。
2.1.6 重复性
按照“2.1.1”项方法平行制备供试品溶液 6 份，在“2.1.2”项下色谱条件进样测定。
2.1.7 加样回收率
精密称取已知HAS、HBS含量的花椒生物碱粉末适量, 共取9份，分别准确加入HAS、HBS对照品适量，按“2.1.1”项下方法制备供试品溶液，进样分析并计算加样回收率。
2.2 大孔树脂纯化富集工艺优化
2.2.1 树脂类型
95%乙醇浸泡树脂24 h，充分溶胀后湿法装柱，95%乙醇淋至洗脱液澄清透明，水洗至洗脱液无醇味，备用。取预处理后的不同类型的大孔树脂，按“2.1.1”项下方法制备供试品溶液并进样，计算HAS、HBS的总得率。
2.2.2 上样量
湿法装柱，取“2.1.1”项下制备的上样液450 ml，以2 BV/h上样，流出液每30 ml收集1份。按“2.1.2”项下色谱条件进样，以累计上样体积（V/ml）为横坐标（X），以HAS、HBS的总泄漏率（%）为纵坐标（Y），绘制泄漏曲线。
2.2.3 单因素实验考察上样条件
除变量外固定其他工艺条件（树脂类型、上样量与树脂体积比、除杂溶剂、除杂体积、除杂流速、洗脱溶剂、洗脱体积及洗脱流速分别为三菱HP-20型、1 g∶2.5 ml、10%乙醇，2 BV、5 BV/h、70%乙醇、5 BV及5 BV/h）不变的情况下，分别考察上样液浓度（0.1、0.2、0.4 g生药/ml）、树脂柱径高比（1∶5、1∶7、1∶9）及吸附流速（1、2、4 BV/h）对花椒生物碱中HAS、HBS总得率的影响。
2.2.4 正交试验考察除杂、洗脱条件
在单因素实验的基础上，采用L9（33）正交试验进一步分析除杂条件（除杂溶剂、体积、流速）、洗脱条件（洗脱溶剂、体积、流速）对花椒生物碱中HAS、HBS总得率的影响（表1），总结最佳工艺并进行验证。统计分析使用SPSS 26.0 软件。
表 1 除杂、洗脱条件正交试验因素水平表条件 水平 因素 A因素溶剂 B因素体积（BV） C因素流速（BV/h） 除杂 1 蒸馏水 1 2 2 10%乙醇 2 3 3 20%乙醇 3 5 洗脱 1 55%乙醇 3 2 2 70%乙醇 5 3 3 80%乙醇 8 5 2.3 花椒生物碱的化学成分分析
2.3.1 样品制备
精密称定“2.2.4”项下以最佳工艺制备的花椒生物碱粉末5.0 mg，50%甲醇定容至25 ml，0.45 μm微孔滤膜过滤备用。
2.3.2 色谱条件
色谱柱：Waters ACQUITY HSS T3柱（2.1×100 mm, 1.7 μm）；检测波长：270 nm；流速：0.3 ml/min；柱温：30℃；进样量：3 μl。流动相：乙腈（A）-0.1%甲酸水（B），洗脱梯度：0~18 min，10%→35%A；18~24 min，35%→46%A；24~30 min，46%→90%A；30~32 min，90%A；32~33 min，90%~10%A；33~36 min，10%A。
2.3.3 质谱条件
电喷雾离子源（ESI），正离子模式扫描。离子源温度120℃，雾化气流速为800 L/h，毛细管电压为3.0 kV。锥孔电压40 V，补偿电压80 V。低能量扫描电压6 eV，高能量扫描电压30~60 eV；喷雾器压力为6.5×105 Pa，气帘气体积流量为50 L/h，扫描范围m/z为50~
1500 。亮氨酸-脑啡肽（m/z∶ 554.261 5 [M-H]−）和（m/z∶ 556.277 1[M+H]+）作为外标进行质量实时校正，体积流量设为5 μl/min。MassLynx V4.1工作站使用MSE模式采集质谱数据。
3. 结果与分析
3.1 HPLC图与方法学实验结果
3.1.1 花椒生物碱的HPLC图
供试品HPLC图如图1所示，该色谱条件下，HAS与HBS色谱峰分离度大于1.5、理论塔板数均大于
30000 、峰形稳定、无干扰，能够满足样品分析检测要求。3.1.2 线性关系考察结果
以对照品溶液的浓度为横坐标（X），峰面积为纵坐标（Y），得到HAS的回归方程Y=
3312.7 X−8.887，r=0.999；HBS的回归方程Y=33030 X+12.061，r=0.999。即HAS、HBS分别在进样浓度为24.4~488 μg/ml、4.4~88 μg/ml范围内呈良好的线性关系。3.1.3 精密度实验结果
HAS、HBS峰面积的RSD分别为0.94%、0.34%，仪器精密度良好，符合定量测定要求。
3.1.4 稳定性实验结果
HAS、HBS峰面积的RSD分别为0.20%、0.43%，表明供试品溶液在室温条件下24 h内稳定。
3.1.5 重复性实验结果
HAS、HBS峰面积的RSD分别为0.26% 和0.26%，表明方法重复性良好。
3.1.6 加样回收率实验结果
计算得到HAS低、中、高浓度的加样回收率分别为（103.66±0.62）%、（100.22±3.10）%、（102.47±1.24）%；HBS的低、中、高浓度的加样回收率分别为（101.35±0.89）%、（98.58±2.48）%、（98.86±1.02）%。结果表明该测定方法准确性好，可用于样品中HAS、HBS的含量测定。
3.2 大孔树脂纯化富集工艺
3.2.1 树脂类型的确定
使用三菱HP-20型树脂富集花椒生物碱类成分时，HAS、HBS两成分的总含量（X）最高且结果稳定，结果见表2。因此，优选三菱HP-20型大孔吸附树脂进行后续实验。
表 2 不同类型树脂对HAS、HBS总得率的影响（n=3）树脂类型 HAS、HBS
总浓度（mg/ml）HAS、HBS
总含量（%）$ \bar{X} $±SD（%） APS-17 2.42 4.06 4.06±2.17 NKA-9 2.08 3.50 3.50±1.76 宝恩HP-20 3.68 6.19 6.19±1.09 AB-8 3.58 6.02 6.02±1.28 HPD-400 3.59 6.03 6.03±0.98 三菱HP-20 4.10 6.89 6.89±0.62 3.2.2 上样量的确定
由图2可知，当上样液体积为90 ml时，花椒生物碱开始少量泄漏；随着上样体积增加，流出液中生物碱浓度呈现上升趋势；当上样液为210 ml时，累计泄漏率为9.61%，接近上样液中HAS、HBS总浓度的10%[12]。因此确定最大上样量为210 ml，即上样生药量与树脂体积比约为1 g∶2.5 ml。
3.2.3 上样条件的确定
由图3可知，当上样液浓度为0.2 g生药/ml时，HAS和HBS的得率最高；随着浓度升高，杂质增多，与生物碱竞争吸附活性位点，得率下降；此外高浓度上样液在静置吸附过程中较容易发生絮凝和沉淀现象[13-14]。故优选上样液浓度为0.2 g生药/ml。树脂径高比为1∶7、吸附流速为4 BV/h时，HAS和HBS的总得率最高。故选用树脂径高比为1∶7的三菱HP-20型树脂柱，动态吸附流速为4 BV/h。
3.2.4 除杂、洗脱条件的确定
如表3所示，以HAS、HBS总得率为指标时，影响三菱HP-20型大孔树脂纯化花椒总生物碱的除杂因素依次为除杂溶剂（A）>除杂流速（C）>除杂体积（B）。除杂的最佳条件为20%乙醇、流速为5 BV/h。除杂体积由2 BV提升到3 BV，结果差异并不明显，为节约溶剂、提高效率，优选2 BV为除杂体积。
表 3 除杂条件L9（33）正交设计及结果编号 因素 总得率（%） 除杂溶剂（A） 除杂体积（B） 除杂流速（C） 1 1 1 1 7.87 2 1 2 2 9.09 3 1 3 3 9.31 4 2 1 2 10.33 5 2 2 3 10.42 6 2 3 1 10.67 7 3 1 3 11.82 8 3 2 1 10.73 9 3 3 2 11.66 k1 8.75 10.06 9.71 − k2 10.44 10.07 10.34 − k3 11.37 10.48 10.52 − R 2.62 0.64 0.81 − 由表4可知，洗脱因素对HAS、HBS总得率的影响次序依次为洗脱溶剂（A）>洗脱流速（C）>洗脱体积（B）；最佳组合条件为洗脱溶剂80%乙醇，洗脱体积为5 BV，洗脱流速5 BV/h。
表 4 洗脱条件L9（33）正交设计及结果编号 因素 总得率
（%）洗脱溶剂（A） 洗脱体积（B） 洗脱流速（C） 1 1 1 1 2.55 2 1 2 2 5.38 3 1 3 3 7.15 4 2 1 2 5.75 5 2 2 3 8.11 6 2 3 1 9.57 7 3 1 3 9.20 8 3 2 1 8.28 9 3 3 2 6.36 k1 5.03 5.83 6.80 − k2 7.81 7.26 5.83 − k3 7.95 7.69 8.15 − R 2.92 1.86 2.32 − 3.2.5 花椒生物碱富集纯化最佳工艺及验证
实验确立花椒生物碱制备的最佳工艺为料液比1∶10，溶剂为50%乙醇，95℃水浴加热，每次回流提取1 h，提取3次，过滤后合并滤液；45℃减压浓缩至无醇味，纱布过滤，加水分散至生药浓度相当于0.2 g/ml的上样液；按上样生药量与大孔吸附树脂的体积比1 g∶2.5 ml，上样于三菱HP-20型大孔树脂，树脂柱径高比1∶7，动态吸附流速4 BV/h，静置1 h后，2 BV、20%乙醇以5 BV/h除杂；80%乙醇洗脱，体积5 BV，流速5 BV/h。收集洗脱液，45℃减压浓缩并干燥，即得花椒生物碱提取物。
由表5可知，三次重复实验花椒生物碱得膏率相近，富集纯化后HAS、HBS总含量的RSD为0.87%，证明本方法确定的大孔树脂富集纯化花椒生物碱的工艺稳定可靠，重复性高。此外，经纯化后花椒生物碱中HAS、HBS的含量分别为4.71%、1.02%，与富集纯化前相比，花椒生物碱的含量得到明显升高。
表 5 最佳工艺验证结果编号 得膏率
（%）富集前
总含量（%）富集后
总含量（%）富集后
总含量RSD（%）1 6.88 0.82 5.73 0.87 2 6.91 0.81 5.72 0.87 3 6.95 0.82 5.64 0.87 3.3 生物碱类化合物的鉴定
通过中药系统药理学数据库与分析平台、PubChem、Web of science等数据库和国内外文献，收集花椒的化学成分信息，包括绘制化学结构、整理化合物名称与分子式、利用MasslynxV4.1计算化合物精确质量等，建立共包含95种生物碱的花椒化学成分数据库。
由图4可知，在正离子模式下，生物碱类化合物得到了较好的分离。结合质谱数据、相关文献对照品的裂解规律和紫外吸收，并与自建的花椒化学成分数据库进行对比分析，共识别鉴定或推导出20种生物碱类化合物，包括木兰花碱、茵芋碱、HAS、HBS等（见表6）。
表 6 正离子模式下花椒生物碱类成分碎片离子及鉴定结果峰号 保留时
间（t/min）化合物 分子式 离子模式 理论值
（m/z）实测值
（m/z）误差
（ppm）碎片离子
（m/z）参考
文献1 4.716 木兰花碱 C20H24NO4+ [M]+ 342.170 5 342.169 0 −4.38 342.169 0[M]+, 297.110 6[M-C2H7N]+, 282.088 2[M-C2H7N-CH3]+, 265.085 2[C17H13O3]+, 222.065 3[C15H10O2]+, 191.084 6[C15H11]+, 194.071 4[C14H10O]+, 165.069 3[C13H9]+ [17] 2 5.483 ZP-amide D C16H27NO4 [M+Na]+ 320.183 8 320.182 5 −4.06 321.186 4[M+H+Na]+, 320.182 5[M+Na]+ [18] 3 5.877 ZP-amide E C16H27NO4 [M+Na]+ 320.183 8 320.182 5 −4.06 320.182 5[M+Na]+ [18] 4 6.043 ZP-amide A C16H25NO4 [M+Na]+ 318.168 1 318.168 5 1.26 613.338 5[2M+Na]+, 319.169 2[M+H+Na]+, 318.168 5[M+Na]+, 296.183 8[M+H]+, 278.175 6[M-OH]+ [18-19] 5 6.724 ZP-amide B C16H25NO4 [M+Na]+ 318.168 1 318.168 5 1.26 613.338 5[2M+Na]+, 319.169 2[M+H+Na]+, 318.168 5[M+Na]+, 296.183 8[M+H]+, 278.175 6[M-OH]+ [18-19] 6 6.793 ZP-amide C C16H27NO4 [M+Na]+ 320.183 8 320.182 5 −4.06 321.186 4[M+H+Na]+, 320.182 5[M+Na]+ [18, 20] 7 7.222 ZP-amide L C16H27NO4 [M+Na]+ 320.183 8 320.182 5 −4.06 321.186 4[M+H+Na]+, 320.182 5[M+Na]+ [18] 8 7.902 ZP-amide K C16H27NO4 [M+Na]+ 320.183 8 320.182 5 −4.06 321.186 4[M+H+Na]+, 320.182 5[M+Na]+ [18] 9 12.427 ZP-amide N C18H31NO4 [M+Na]+ 348.215 1 348.213 0 −6.03 349.217 7[M+H+Na]+, 348.213 0[M+Na]+ [18] 10 16.168 茵芋碱 C14H13NO4 [M+H]+ 260.092 3 260.092 3 0.00 229.037 0[M-2CH3]+, 227.056 6[C13H9NO3]+, 202.046 8[C11H8NO3]+, 199.062 5[C12H9NO2], 184.037 9[C11H6NO2]+, 156.043 4[C10H6NO]+, 77.037 7[C6H5]+ [21] 11 22.312 羟基-ε-山椒素 C16H25NO2 [M+Na]+ 286.178 3 286.178 3 0.00 302.171 4[M+K]+, 286.178 3[M+Na]+, 246.184 4[M-OH]+ [22] 12* 22.701 羟基-α−
山椒素C16H25NO2 [M+Na]+ 286.178 3 286.178 3 0.00 287.179 5[M+H+Na]+, 286.178 3[M+Na]+, 246.184 4[M-OH]+ [23] 13* 23.113 羟基-β−
山椒素C16H25NO2 [M+Na]+ 286.178 3 286.178 3 0.00 287.179 5[M+H+Na]+, 286.178 3[M+Na]+, 246.187 5[M-OH]+ [23] 14 23.605 Zanthoamides A C18H27NO4 [M-OH]+ 304.191 3 304.191 3 0.00 345.184 4[M+H+Na]+, 344.181 6[M+Na]+ [24] 15 26.156 羟基-γ−山椒素 C18H27NO2 [M+Na]+ 312.193 9 312.193 5 −1.28 601.398 7[2M+Na]+, 313.164 8[M+H+Na]+, 312.193 5[M+Na]+, 272.200 9[M-OH]+ [22] 16 26.379 羟基-γ−
异山椒素C18H27NO2 [M+Na]+ 312.193 9 312.193 5 −1.28 601.398 7[2M+Na]+, 313.164 8[M+H+Na]+, 312.193 5[M+Na]+, 272.200 9[M-OH]+ [22] 17 26.786 bungeanool C18H29NO2 [M-OH]+ 274.217 1 274.216 5 −2.19 565.363 6[2M-OH]+, 314.210 3[M+Na]+ [15] 18 26.957 isobungeanool C18H29NO2 [M-OH]+ 274.217 1 274.216 5 −2.19 565.363 6[2M-OH]+, 314.210 3[M+Na]+ [15] 19 27.586 α−山椒素 C16H25NO [M+H]+ 248.201 4 248.201 2 −0.81 286.178 3[M+K]+ [23] 20 29.068 四氢花椒素 C18H33NO2 [M+H]+ 296.259 0 296.257 7 −4.39 318.237 8[M+Na]+, 279.137 4[M+H-OH]+ [25] *：为与对照品比对的化合物。 4. 讨论
实验前期，考察了酸提碱沉法与乙醇回流提取法，经比较发现两方法制备得到的花椒生物碱中HAS、HBS含量差别不显著。但以酸性溶液浸提生物碱时，耗时长、水溶性杂质较多，而且酸性溶液可能会使部分生物碱吸收氢离子导致质子化从而发生重排反应，破坏分子结构，综合考虑下本实验选择乙醇回流提取法。
HAS、HBS是花椒的代表性酰胺类生物碱，具有降脂、抗氧化、麻醉、神经营养等多种活性，受到研究者的广泛关注[15-16]。本实验确立的工艺能够有效富集花椒生物碱，显著提高HAS、HBS含量，为后续HAS、HBS单体化合物的制备提供了基础。实验过程中尝试通过优化除杂条件、分段收集乙醇洗脱液等方法分离黄酮与生物碱类成分，但UPLC-Q-TOF-MSE得到的BPI图中，8~11 min仍存在着部分响应较高的黄酮类物质无法完全分离，后续还需要探索其他有效的方法进一步去除黄酮类成分。
本实验在单因素实验基础上采用正交设计考察了花椒生物碱的最佳纯化工艺，利用UPLC-Q-TOF-MSE对生物碱成分进行分析鉴定，使用HPLC对制备得到的花椒生物碱中的HAS、HBS进行含量测定。本纯化工艺简单可行、稳定有效，可为花椒生物碱的综合开发利用及工业化生产提供科学依据，对提升花椒的综合经济价值具有深远意义。
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表 1 N系列化合物对氟康唑耐药白念珠菌103和538的MIC80值
化合物 结构式 白念珠菌103 MIC80 (μg/ml） 白念珠菌538 MIC80 (μg/ml) N1 >16 >16 N2 0.5 1 N3 >16 16 N4 >16 >16 N5 >16 >16 N6 8 8 N7 >16 >16 N8 16 8 N9 >16 >16 
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表 2 N2化合物处理后菌株对应MIC80值
菌株名称 N2 MIC80（μg/ml） C. albicans SC5314 0.5 C. albicans 876 1.0 C. albicans 311 0.5 C. albicans 538 1.0 C. albicans 103 0.5 C. albicans 911 0.5 C. albicans 849 1.0 C. albicans 100 1.0 C. albicans 32 0.5 C. albicans 1010 1.0 Cryptococcus H99 1.0 Cryptococcus 30609 2.0 C. glabrata 537 0.5 C. tropicalis 293 0.5 C. parapsilosis 22019 0.5 C. krusei 463 2.0
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