下载:
-
透明质酸钠（图1）又称玻璃酸钠，是由交替的N-乙酰葡糖胺（GlcNAc）和葡糖醛酸（GlcA）单元组成[1]的聚合物，聚合度最大的相对分子质量（Mr）可以达到107。具有高度黏弹性、可塑性、渗透性、独特的流变学特性以及良好的生物相容性等特点[2]。透明质酸钠广泛存在于人体，是构成人体细胞间质、眼玻璃体、关节滑液等结缔组织的主要成分，在体内具有保水、维持细胞外空间、调节渗透压、润滑、促进细胞修复等重要生理功能[3]。医用透明质酸钠凝胶（HA）为无色透明黏稠液体，主要成分为透明质酸钠。HA常用于肿瘤患者术后的抗粘连，其广泛的生理学活性有可能使得肿瘤细胞易于扩增和转移，文献报道内源性的透明质酸能促进肿瘤增殖[4-6]。因此，本研究考察外源性HA是否会促进肿瘤的生长和转移，以明确HA是否可用于肿瘤患者的术后防粘连。为HA用于肿瘤患者腹、盆腔手术术后防粘连提供实验依据。
图 1 透明质酸钠的结构式
-
医用透明质酸钠凝胶（HA，10 mg/ml，上海昊海生物科技股份有限公司，批号：18052122，Mr≥1.0×106），氟尿嘧啶注射液（5-Fu，上海旭东海普药业有限公司，批号：FA1800416），胎牛血清（FBS，Gibco，批号：1932595），McCoy’s 5A Medium（Gibco，批号：1967679），RPMI Medium 1640（Gibco，批号：1967664），MEM（Minimum Eagle’s Medium，HyClone，批号：AD20532472），胰酶（Trypsin，上海博光生物科技有限公司），磷酸盐缓冲液（PBS，上海博光生物科技有限公司），MTT（上海博光生物科技有限公司），无水甲醇、二甲基亚砜（DMSO，国药集团化学试剂有限公司），生物胶（批号：217201N2）、小鼠结肠癌细胞（CT26，上海中西医结合医院），人宫颈癌细胞（Hela）、人结肠癌细胞（HCT116，中国科学院上海生命科学研究院）。
-
裸鼠：88只，上海斯莱克实验动物有限公司，SPF级，SCXK（沪）2017-0005；64只，上海灵畅生物科技有限公司，SPF级，SCXK（沪）2018-0003），动物饲养于同济大学沪北校区（SYXK（沪）2018-0034）。所有动物实验过程均符合实验动物伦理学要求。
-
酶标仪1510-00411C（Thermo），坤宏BMB224分析天平（南京伯尼塔科学仪器有限公司），ECLIPSE TE100 显微镜（Nikon），细胞培养箱（Thermo）。
-
将状态良好的肿瘤细胞用胰酶消化后离心，弃上清液，分别用对应培养液重悬成单个肿瘤细胞悬液，显微镜下计数，然后分别稀释成以下浓度：Hela（2×104个/ml），CT26（5×103个/ml），HCT116（104个/ml）。取96孔板，空白对照孔接入100 μl培养液，其余各孔接入肿瘤细胞混悬液，每孔100 μl，将96孔板置于37 ℃、5%CO2培养箱培养。24 h后吸弃培养液，空白对照和阴性对照孔分别加入200 μl培养液，测试孔分别加入100%HA、50%HA+50%培养液、25%HA+75%培养液、12.5%HA+87.5%培养液、6.25%HA+93.75%培养液，每孔200 μl；阳性对照孔分别加入5-Fu浓度为 16、8、4、2、1 μg/ml培养液，每孔200 μl，将加药96孔板放回培养箱培养。分别培养3、5和7 d 后，吸弃上层液体，加入含0.5 mg/ml MTT的培养液100 μl，培养4 h。避光处吸弃上层液体，每孔加入100 μl DMSO，避光反应10 min，振荡1 min，在酶标仪波长570 nm处（630 nm校准）测量各孔的吸光值。细胞存活率=（实验孔吸光值—空白对照孔吸光值）/（阴性对照孔吸光值—空白对照孔吸光值）×100%。
-
将状态良好的肿瘤细胞胰酶消化、离心后，分别用对应空白培养液重悬成单个肿瘤细胞悬液，显微镜下计数，然后分别稀释成以下浓度：Hela（1.5×105 个/ml），HCT116（5×105个/ml）。分别将肿瘤细胞混悬液和HA混匀，配成50%HA+50%肿瘤细胞悬液、25%HA+50%肿瘤细胞悬液+25%空白培养液、12.5%HA+50%肿瘤细胞悬液+37.5%空白培养液、50%肿瘤细胞悬液+50%空白培养液。将肿瘤细胞和HA混合液加入Transwell上层小室中，每个小室200 μl，Transwell下层腔室分别加入含10% FBS 对应培养液 600 μl。将Transwell培养板放入培养箱，培养24 h。取出Transwell小室，轻轻吸弃小室内培养液，用PBS洗1遍，甲醇固定15 min。用棉签轻轻擦去小室内层细胞，PBS洗2遍，加入结晶紫（0.1%）染色，室温放置20 min，PBS洗3遍。显微镜10倍物镜下观察、拍照和记数。
-
PBS重悬HCT116细胞，调浓度至107个/ml，将细胞接种于裸鼠皮下，每只动物0.2 ml，共12只，作为供瘤体。视肿瘤生长情况将裸鼠处死，取出瘤块，选取瘤块实质性部分，用生理盐水冲洗干净，剪成约1 mm×1 mm×1 mm 瘤块备用。
实验动物腹腔麻醉，取腹部正中切口，逐层开腹，找到盲肠位置。假手术组：将盲肠拉出后放回腹腔，逐层缝合伤口。其余组：轻轻划破结肠浆膜，用生物胶将瘤块固定在浆膜破损处。模型组和阳性对照组在瘤块接种处涂抹生理盐水0.07 ml，HA组涂抹HA 0.02 ml。逐层缝合伤口，观察记录裸鼠状态，5-Fu组腹腔注5-Fu 20 mg/kg，隔天给药，持续3周。
瘤块接种4周后将裸鼠处死，打开腹腔，用游标卡尺测量瘤块的长短径，按公式（V=ab2/2，a：瘤体最长直径；b：瘤体最短直径）计算体积，剥离瘤块，瘤块称重。
-
建立裸鼠结肠原位种植结肠癌CT26模型，方法同“2.3”项。瘤块接种4 d后，5-Fu组腹腔注射氟尿嘧啶注射液50 mg/kg，隔3 d给药一次，共4次。
瘤块接种3周后将裸鼠脱颈处死，打开腹腔，观察肿瘤转移情况，取肺和肝脏，4%多聚甲醛固定、切片、HE染色，统计肿瘤转移率和转移病灶数。
-
实验数据用（
${\overline x}\pm s $ ）表示，应用SPSS 21.0软件，数据进行正态性检验。符合正态分布采用one-way ANOVA统计方法进行显著性检验；不符合正态分布采用Friedman M 统计方法进行显著性检验。肿瘤转移率采用卡方检验。以P<0.05为差异有统计学意义。 -
在体外实验中，肿瘤细胞Hela、HCT116和CT26在100% HA中均不能生长（图2）。Hela细胞在培养3 d和5 d时不同含量HA均不影响细胞的生长，7 d时25%HA和50%HA细胞生长率低于阴性对照组（P<0.001）。HCT116细胞培养7 d时，50%HA细胞生长率低于阴性对照组（P<0.01）。CT26细胞培养3 d时12.5%HA、25% HA和50%HA细胞生长率低于阴性对照组（P<0.001）；培养5 d和7 d时，50%HA细胞生长率低于阴性对照组（P<0.001）。不同浓度5-Fu，培养3 d、5 d和7 d均抑制肿瘤细胞Hela、HCT116和CT26的生长，呈剂量相关性。
图 2 MTT法考察不同浓度HA体外对肿瘤细胞Hela、CT26和HCT116生长的影响
-
Transwell实验结果显示，高浓度HA体外抑制肿瘤细胞迁移。50%HA、25%HA和12.5%HA组Hela细胞穿透数均低于阴性对照组（P<0.01），HA含量越高，Hela细胞穿透数越少；50%HA和12.5%HA组HCT116细胞穿透数均低于阴性对照组（P<0.05），25%HA组HCT116细胞穿透数低于阴性对照组，无统计学差异（图3）。
图 3 Transwell法考察对肿瘤细胞迁移的影响（100×）
-
裸鼠结肠原位接种HCT116瘤块后，HA组与模型组成瘤率均为100%，结果无差异。模型组裸鼠的瘤体体积达（339.1±258.0）mm3，5-Fu组裸鼠的瘤体体积为（128.5±111.9）mm3，小于模型组（P<0.01），HA组裸鼠的瘤体体积为（293.2±190.6）mm3，与模型组比较，差异无统计学意义；模型组裸鼠的瘤重为（0.359±0.219）g，5-Fu组裸鼠的瘤重为（0.149±0.105）g，小于模型组（P<0.001），HA组裸鼠的瘤重为（0.330±0.187）g，与模型组比较，差异无统计学意义。使用一定剂量的HA在裸鼠体内不影响HCT116的成瘤率，同时也不影响HCT116肿瘤的生长（表1）。
表 1 HA在裸鼠体内对HCT116肿瘤生长的影响(
$\bar{ x}\pm { s}$ )组别 动物数（只） 成瘤数（只） 成瘤率（%） 瘤体积（V/mm3） 瘤重（m/g） 假手术组 16 0 0 0.0 ± 0.0 0.000 ± 0.000 模型组 16 16 100 339.1 ± 258.0 0.359 ± 0.219 HA组 16 16 100 293.2 ± 190.6 0.330 ± 0.187 5-Fu组 16 14 87.5 128.5 ± 111.9** 0.149 ± 0.105*** **P<0.01、***P<0.001，与模型组比较 -
裸鼠结肠原位接种CT26瘤块，观察16 d后出现动物死亡，第18天处死存活裸鼠。模型组存活率为62.5%，HA组存活率68.8%，5-Fu组存活率100%，体内使用一定剂量的HA不影响裸鼠的存活率。模型组肝脏转移率90%，平均病灶数（2.2±1.7）；5-Fu组肝脏转移率0.0%，低于模型组（P<0.001）；平均病灶数（0.0±0.0），低于模型组（P<0.001）。HA组肝脏转移率36.4%，低于模型组（P<0.05）；平均病灶数（0.6±1.0），低于模型组（P<0.01）。模型组肺转移率为40%，平均病灶数（0.5±0.7）；5-Fu肺转移率6.3%，低于模型组（P<0.05）；平均病灶数（0.1±0.3），低于模型组（P<0.05）。HA组肺转移率为18.2%，平均病灶数（0.2±0.4），与模型组均无统计学差异，见表2、图4和图5。
表 2 HA在裸鼠体内对CT26肿瘤转移的影响(
$\bar{ x}\pm { s}$ )组别 动物数（只） 成活率（%） 肝转移 肺转移 转移率（%） 病灶数 转移率（%） 病灶数 假手术组 15 100.0 0.0 0.0 ± 0.0 0.0 0.0 ± 0.0 模型组 16 62.5 90.0 2.2 ± 1.7 40.0 0.5 ± 0.7 HA 组 16 68.8 36.4* 0.6 ± 1.0** 18.2 0.2 ± 0.4 5-Fu 16 100.0 0.0*** 0.0 ± 0.0*** 6.3* 0.1 ± 0.3* *P<0.05、**P<0.01、***P<0.001，与模型组比较 
图 4 HA体内对CT26肿瘤细胞肺转移的影响（40×）
图 5 HA体内对CT26肿瘤细胞肝转移的影响（40×）
-
很多胚胎迁移和增殖速率与胚胎组织中高浓度的透明质酸有关，而肿瘤组织和胚胎发育很相似，几十年前已经提出透明质酸可能对肿瘤生长很重要[7-9]。然而，本研究的HA为外源性高分子量HA，结果与内源性透明质酸结果不一致。在体外实验中，Hela、CT26和HCT116的细胞无法在100% HA中生长，表明HA不能作为肿瘤细胞培养基。此外，细胞生长速率随着HA的增加而不同程度的降低，说明高浓度HA可以抑制肿瘤生长，在低浓度时虽然没有明显的抑制作用，但也未促进肿瘤的增殖。体内结果证明，外源性HA对肿瘤细胞的生长无促进作用。
内源性低分子质量透明质酸（low molecular weight hyaluronan，LMWHA）可诱导细胞运动[10-11]，促进血管生成，增加炎症免疫刺激和诱导高尔基体应激的能力[12]，从而能促进肿瘤的迁移。而Aikaterini等[13-14]研究显示，透明质酸酶2(Hyal-2)低表达同时透明质酸合成酶（HAS1和HAS2）表达增高，导致产生高分子量透明质酸（high molecular weight hyaluronan，HMWHA）并在HT1080细胞的周围基质中沉积蓄积，结果HT1080细胞迁移能力显著降低，同时外源性HMWHA显著抑制HT1080细胞的迁移，当加入透明质酸酶后，HT1080细胞运动性显著增加。外源性透明质酸会促进透明质酸合成酶高表达[15]，促进内源性HA合成作用，使机体合成HMWHA。本研究建立裸鼠原位种植瘤转移模型，结果HA组结肠癌的肝转移率在体内低于模型组（P<0.05）。HA在体内能抑制肿瘤的转移，可能与外源性HA能促使机体合成HMWHA有关。
本研究的主要目的是探讨HA是否会对腹部和盆腔肿瘤患者产生不良影响。结果表明，外源性HA未见对上述肿瘤的增殖有促进作用，在转移模型中HA表现出一定的抑制肿瘤迁移的作用，符合HA在肿瘤患者中应用的要求,但其机制还需进一步研究。
The effects of medical sodium hyaluronate gel on the tumor proliferation and metastasis
-
摘要:
目的 考察医用透明质酸钠凝胶（medical sodium hyaluronate gel，HA）在体外和裸鼠体内对腹、盆腔相关肿瘤生长和转移的影响。 方法 利用Hela、CT26和HCT116等3株肿瘤细胞，通过MTT法和Transwell实验分别考察不同浓度HA体外对肿瘤细胞生长和迁移的影响；建立裸鼠结肠原位种植瘤模型，比较瘤块接种4周后不同实验组的瘤块体积和瘤重，考察HA体内对结肠癌HCT116增殖的影响；通过比较接种3周后不同实验组裸鼠的肺和肝脏的肿瘤转移率和转移病灶数，考察HA对结肠癌CT26体内转移的影响。 结果 不同浓度HA在体外均未促进Hela、CT26和HCT116细胞的生长和转移，且在5 mg/ml HA浓度下，显示出一定的抑制作用。体内结果显示，HA未促进结肠癌HCT116肿瘤的生长，却显示出明显抑制CT26肿瘤的转移。 结论 在本实验条件下，HA在体内、外均未促进腹、盆腔相关肿瘤细胞Hela、CT26和HCT116的生长、迁移和转移。 Abstract:Objective To investigate the effect of medical sodium hyaluronate gel (HA) on the growth and metastasis of abdominal and pelvic tumor cells in vitro and in nude mice. Methods Three tumor cells, Hela, CT26 and HCT116, were used to investigate the effects of different HA concentrations on the growth and migration of tumor cells in vitro by MTT assay and Transwell assay. An orthotopic transplantation model of colonic tumor in nude mice was established to investigate the effect on the proliferation of cell HCT116 by comparing the tumor volume and tumor mass 4 weeks after inoculation. The effects on the metastasis of cell CT26 were investigated by comparing the tumor metastasis rate and the number of metastatic lesions of lung and liver in nude mice among the different experimental groups 3 weeks after inoculation. Results HA did not promote the growth and metastasis of Hela, CT26 and HCT116 cells in vitro at different concentrations. Actually, HA exhibited a certain inhibitory activity at the concentration of 5 mg/ml. In the orthotopic transplantation model of colonic tumor-HCT116, HA did not promote the growth of cell HCT116. In the orthotopic transplantation model of colonic tumor-CT26, HA inhibited CT26 tumor metastasis. Conclusion Under the experimental conditions, HA did not promote the growth, migration or metastasis of abdominal and pelvic related tumor cells including Hela, CT26 and HCT116 in vitro and in vivo. -
丙戊酸钠是一种临床常用的抗癫痫药物，用于治疗全身和部分发作类型的癫痫，同时，丙戊酸钠也可用于治疗与双向情感障碍相关的躁狂发作[1]。丙戊酸钠中毒可能偶然发生，也可能是有意而为之，尤其是对有自残意图的患者[2]。急性丙戊酸钠中毒通常表现为中枢神经系统抑制、肝酶升高、血氨升高和电解质紊乱，如高钠血症等。严重过量使用丙戊酸钠的患者可出现低血压、心动过速、呼吸抑制、代谢性酸中毒、脑水肿等，如果不积极治疗，可进展为昏迷甚至死亡[3]。本文报道一例丙戊酸钠中毒患者的救治过程，为临床救治药物中毒患者中如何发挥临床药师的作用提供参考。
1. 病例概况
患者，女性，22岁，身高165 cm，体重55 kg。因“服用丙戊酸钠缓释片（0.5 g/片）60片4 h”入院。入院前4 h患者因情绪激动自服丙戊酸钠缓释片（0.5g/片）60片（准确计数）后依次出现少语，乏力，嗜睡，但无明显呕吐。
患者自2年前被诊断为双向情感障碍，长期服用抗抑郁药帕罗西汀20mg qd、丙戊酸钠缓释片0.5g qn，规律服药。否认高血压、糖尿病、心脏病、肝炎等慢性疾病，否认食物药物过敏史、无吸烟史，偶有饮酒。
急诊查体：血压145/91 mmHg，心率127次/min，体温37.4℃，呼吸频率20次/min，双肺呼吸音粗，未及明显干湿啰音。心律齐，腹软，未及明显包块，无明显肌紧张。四肢肌力正常，病理征未引出。
实验室检查：C反应蛋白2.47 mg/L，白细胞6.82×109/L，血小板388×109/L，淋巴细胞百分比0.52%，谷丙转氨酶12.7 U/L，结合胆红素2.0 μmol/L，血氨24 μmol/L，白蛋白41 g/L，血红蛋白133 g/L，血总淀粉酶106.8 U/L，血钾3.3 mmol/L，血肌酐63 μmol/L，乳酸3.8 mmol/L，尿隐血1+。肺部CT：两肺下叶炎症。
急查丙戊酸钠血药浓度307.8 mg/L。立即予以洗胃催吐，洗胃容量为20 000 ml，无明显药物碎屑洗出。同时给与纳洛酮促醒、呋塞米利尿、谷胱甘肽、异甘草酸镁保肝、奥美拉唑抑酸护胃等对症支持治疗后，转入ICU继续治疗。入院诊断：急性丙戊酸钠中毒，肺部感染，双向情感障碍。
2. 治疗经过及临床药师建议
患者转入时嗜睡乏力，鼻导管吸氧。有文献报道，如果急性摄入丙戊酸钠超过200 mg/kg或血药浓度大于180 mg /L的患者，常导致中枢神经系统功能障碍，可能发生震颤、躁动、脑水肿等神经功能损伤[4]。考虑到患者丙戊酸钠血药浓度较高，临床医生开放中心静脉通路，行连续静脉-静脉透析-滤过治疗（CVVHDF），处理前急查丙戊酸钠血药浓度317.4 mg/L，CVVHDF模式，血流速度160 ml/min，脱水速度110 ml/h，透析液2000 ml/h。首次CVVHDF后，立即查丙戊酸钠血药浓度150.3 mg/L，仍然偏高，CVVHDF后约8 h查血药浓度为260.9 mg/L，药师建议行CVVHDF联合血液灌注加速药物的清除。
入院第2天，患者神志清，精神软，乏力状，气平，心律齐，血氨67 μmol/L，血红蛋白110 g/L，白蛋白34.8 g/L，余未见明显异常，针对血氨升高，使用注射用门冬氨酸鸟氨酸10 g qd，继续补液、护胃、保肝等治疗。并行血液灌流治疗3 h，低分子肝素体外抗凝，血流速度160 ml/min。血液灌流后查丙戊酸钠血药浓度97.7 mg/L。第3天，查丙戊酸钠血药浓度227.8 mg/L，血氨116.5 μmol/L，白蛋白28 g/L，总蛋白56 g/L，临床药师建议补充人血白蛋白，血总淀粉酶139.9 U/L，关注胰腺炎可能。患者诉入院以来没有大便，腹部听诊器检查提示肠鸣音较弱，临床药师结合患者血氨较高，建议医生使用乳果糖口服液，20 ml tid。患者精神状态可，神志清，精神软，考虑到患者服用丙戊酸钠剂量过大，组织器官可能存在药物蓄积，故继续行CVVHDF联合血液灌流治疗，方法同前。治疗后，测丙戊酸钠血药浓度73.5 mg/L。第4天，查血药浓度65 mg/L，血氨96 μmol/L，入院第5天血药浓度41 mg/L，血氨28 μmol/L，精神状态可，神志清，嗜睡情况明显好转，转出ICU。在住院期间，除白蛋白短暂降低，血氨升高外，肝肾功能未见明显异常，予以出院。
3. 讨论
近年来急诊各种药物过量患者呈现上升趋势，服用药物也越来越复杂。临床上能开展的血药浓度监测较少。而近年来开展的丙戊酸钠血药浓度监测逐渐应用于临床。目前测定丙戊酸钠血药浓度采用荧光免疫法，具有简便、快速，临床实用性强等特点[5]。
丙戊酸钠口服生物利用度接近100%，血浆蛋白结合率较高，血药浓度50 mg/L时蛋白结合率约为94%，血药浓度100 mg/L时，蛋白结合率为80%～85%，主要分布在细胞外液和肝、肾、肠、脑等组织，大部分经肝脏代谢，包括与葡萄糖醛酸共价结合和β氧化酶氧化等过程，后大部分经肾脏排泄。丙戊酸钠为小分子化合物，水溶性较强，蛋白结合率高，考虑到患者吞服丙戊酸钠缓释片剂量过大，且血药浓度较高，文献报道急性摄入丙戊酸钠过多，血药浓度大于180 mg/L常导致患者中枢神经系统功能障碍，如震颤、躁动、脑水肿等神经功能损伤，丙戊酸钠组织器官药物浓度高可能损伤肝、脑、肾等多种重要器官[4]。有文献报道大鼠口服丙戊酸钠半数致死量折算到人的半数致死量为0.13～0.16 g/kg[6]，按照患者60 kg计算，半数致死剂量约为8～10 g，极限致死剂量为15 g左右，该患者服用丙戊酸钠缓释片总量达到30 g，具有积极抢救的意义。
过量服用丙戊酸钠虽无特效解毒剂，但亦无洗胃禁忌证。专家共识认为，对无特效解毒剂的急性重度中毒患者，即使已超过6 h仍可考虑洗胃[7]，丙戊酸钠缓释片服药10 h可溶出80%左右[8]，其说明书亦指出洗胃治疗在药物摄入后10～12 h内仍然有效果，故临床药师认为对该患者进行洗胃处理很合理且必要。
丙戊酸钠为强碱弱酸盐，水中溶解后呈弱碱性，pH7.5～9.0，加强利尿可促进丙戊酸钠的排出。临床药师结合丙戊酸钠理化性质、药动学特点，建议采用连续肾脏替代治疗(CRRT)和血液灌流相结合的方法清除药物。文献表明，血液透析和血液灌流可以加快丙戊酸的消除。在一项病例研究中，血液透析使丙戊酸半衰期从治疗前13 h减少到治疗后1.7 h，并在治疗4 h内表现出显著的临床改善[9]。当血清丙戊酸钠浓度降至50 ~ 100 mg /L (350 ~ 700 mmol/L)时，可停止体外治疗。
在本例中，临床医生紧急开放中心静脉通路，行CVVHDF治疗，快速稳定降低患者血液中游离态丙戊酸钠浓度。经10 h CVVHDF治疗，丙戊酸钠血药浓度从317 mg/L降低至150 mg/L，8 h后血药浓度又反跳至261 mg/L。血液净化一次后丙戊酸钠血药浓度可能出现反跳现象[10]，缘于组织器官药物浓度依然较大，药物重新分布导致血药浓度再次上升。临床药师考虑到丙戊酸钠蛋白结合率高，而CRRT主要用于高水溶性、小分子、低蛋白结合率的毒物清除，对结合态丙戊酸钠清除效果不佳，故建议在CRRT基础上联合血液灌流治疗，血液灌流主要用于高蛋白结合率、高脂溶性、相对分子质量较大的毒物，树脂灌流器对蛋白结合和脂溶性分子清除较好，经3 h血液灌流，丙戊酸钠血药浓度从261 mg/L降低至97.7 mg/L，清除效果较显著。在体内，丙戊酸钠以游离状态与相应受体结合产生药效，因丙戊酸钠血浆蛋白结合率高，血浆蛋白含量的改变可以显著影响游离丙戊酸钠浓度，进而影响药效或产生毒性不良反应[11]。有研究证实等量丙戊酸钠随血浆蛋白的增加，游离丙戊酸钠血药浓度呈下降趋势[12]，当患者血浆白蛋白降低时适当补充白蛋白可以减小丙戊酸钠的毒副作用。
丙戊酸钠导致的血氨升高及相关的高氨血症性脑病时有报道[4]，可表现为精神错乱、癫痫发作、嗜睡等，可进展为昏迷甚至死亡，临床应密切关注患者血氨变化。患者入院第二天血氨升高，达67 μmol/L，使用注射用门冬氨酸鸟氨酸10 g qd。本药可提供尿素和谷氨酰胺合成的底物，谷氨酰胺是氨的解毒产物，同时也是氨的储存及运输形式；鸟氨酸涉及尿素循环的活化和氨的解毒全过程；门冬氨酸参与肝细胞内核酸的合成，以利于修复被损伤的肝细胞[13]。入院第三天患者诉入院以来无大便，且血氨升至116.5 μmol/L，故临床药师建议口服乳果糖，乳果糖为渗透性轻泻剂，在小肠内不被水解吸收，其渗透性使水和电解质保留于肠腔，本药在结肠内被细菌分解成乳酸、醋酸，使肠内渗透压进一步升高，粪便容量增大，刺激肠蠕动，产生导泄作用。结肠内生成的乳酸和醋酸可以使肠腔pH值降低，形成不利于分解蛋白质的细菌生存、繁殖的酸性内环境，从而减少氨的产生，酸性环境还可使NH3转变为NH4+，解离状态的NH4+脂溶性小，肠道难以吸收而随粪便排出，当结肠内pH值从7.0降至5.0时，结肠黏膜不仅不吸收氨入血，反而从血液中向结肠排出氨[14]。乳果糖在治疗便秘的同时可以降低血氨。
-
图 2 MTT法考察不同浓度HA体外对肿瘤细胞Hela、CT26和HCT116生长的影响
A. Hela（2×103个/孔）；B. HCT116（1×103个/孔）；C. CT26（5×102个/孔）；*P<0.05、**P<0.01、***P<0.001，与阴性对照组比较
表 1 HA在裸鼠体内对HCT116肿瘤生长的影响(
$\bar{ x}\pm { s}$ )组别 动物数（只） 成瘤数（只） 成瘤率（%） 瘤体积（V/mm3） 瘤重（m/g） 假手术组 16 0 0 0.0 ± 0.0 0.000 ± 0.000 模型组 16 16 100 339.1 ± 258.0 0.359 ± 0.219 HA组 16 16 100 293.2 ± 190.6 0.330 ± 0.187 5-Fu组 16 14 87.5 128.5 ± 111.9** 0.149 ± 0.105*** **P<0.01、***P<0.001，与模型组比较 
下载: 导出CSV
表 2 HA在裸鼠体内对CT26肿瘤转移的影响(
$\bar{ x}\pm { s}$ )组别 动物数（只） 成活率（%） 肝转移 肺转移 转移率（%） 病灶数 转移率（%） 病灶数 假手术组 15 100.0 0.0 0.0 ± 0.0 0.0 0.0 ± 0.0 模型组 16 62.5 90.0 2.2 ± 1.7 40.0 0.5 ± 0.7 HA 组 16 68.8 36.4* 0.6 ± 1.0** 18.2 0.2 ± 0.4 5-Fu 16 100.0 0.0*** 0.0 ± 0.0*** 6.3* 0.1 ± 0.3* *P<0.05、**P<0.01、***P<0.001，与模型组比较
下载: 导出CSV
-
[1] EVANKO S P, TAMMI M I, TAMMI R H, et al. Hyaluronan-dependent pericellular matrix[J]. Adv Drug Deliv Rev,2007,59(13):1351-1365. doi: 10.1016/j.addr.2007.08.008 [2] LAURENT T C, FRASER J R. Hyaluronan[J]. FASEB J,1992,6(7):2397-2404. doi: 10.1096/fasebj.6.7.1563592 [3] ABBRUZZESE F, BASOLI F, COSTANTINI M, et al. Hyaluronan: an overview[J]. J Biol Regul Homeost Agents,2017,31(4 Suppl 2):9-22. [4] TOOLE B P. Hyaluronan in morphogenesis[J]. Semin Cell Dev Biol,2001,12(2):79-87. doi: 10.1006/scdb.2000.0244 [5] BHARADWAJ A G, RECTOR K, SIMPSON M A. Inducible hyaluronan production reveals differential effects on prostate tumor cell growth and tumor angiogenesis[J]. J Biol Chem,2007,282(28):20561-20572. doi: 10.1074/jbc.M702964200 [6] TAMMI R H, KULTTI A, KOSMA V M, et al. Hyaluronan in human tumors: pathobiological and prognostic messages from cell-associated and stromal hyaluronan[J]. Semin Cancer Biol,2008,18(4):288-295. doi: 10.1016/j.semcancer.2008.03.005 [7] THEOCHARIS A D, VYNIOS D H, PAPAGEORGAKOPOULOU N, et al. Altered content composition and structure of glycosaminoglycans and proteoglycans in gastric carcinoma[J]. Int J Biochem Cell Biol,2003,35(3):376-390. doi: 10.1016/S1357-2725(02)00264-9 [8] GARCÍA I, VIZOSO F, SUÁREZ C, et al. Relationship of tumoral hyaluronic acid and cathepsin D contents with histological type of gastric carcinoma[J]. Int J Biol Markers,2000,15(3):215-218. doi: 10.1177/172460080001500302 [9] LLANEZA A, VIZOSO F, RODRÍGUEZ J C, et al. Hyaluronic acid as prognostic marker in resectable colorectal cancer[J]. Br J Surg,2000,87(12):1690-1696. doi: 10.1046/j.1365-2168.2000.01586.x [10] SUGAHARA K N, MURAI T, NISHINAKAMURA H, et al. Hyaluronan oligosaccharides induce CD44 cleavage and promote cell migration in CD44-expressing tumor cells[J]. J Biol Chem,2003,278(34):32259-32265. doi: 10.1074/jbc.M300347200 [11] SUGAHARA K N, HIRATA T, HAYASAKA H, et al. Tumor cells enhance their own CD44 cleavage and motility by generating hyaluronan fragments[J]. J Biol Chem,2006,281(9):5861-5868. doi: 10.1074/jbc.M506740200 [12] STERN R, ASARI A A, SUGAHARA K N. Hyaluronan fragments: an information-rich system[J]. Eur J Cell Biol,2006,85(8):699-715. doi: 10.1016/j.ejcb.2006.05.009 [13] BERDIAKI A, ZAFIROPOULOS A, FTHENOU E, et al. Regulation of hyaluronan and versican deposition by growth factors in fibrosarcoma cell lines[J]. Biochim Biophys Acta,2008,1780(2):194-202. doi: 10.1016/j.bbagen.2007.10.005 [14] BERDIAKI A, NIKITOVIC D, TSATSAKIS A, et al. bFGF induces changes in hyaluronan synthase and hyaluronidase isoform expression and modulates the migration capacity of fibrosarcoma cells[J]. Biochim Biophys Acta,2009,1790(10):1258-1265. doi: 10.1016/j.bbagen.2009.06.013 [15] 郭群英, 叶任高, 黄文生, 等. 不同分子量透明质酸对人腹膜间皮细胞透明质酸合成酶mRNA表达的影响[J]. 中国中西医结合肾病杂志, 2002, 3(6):320-322. doi: 10.3969/j.issn.1009-587X.2002.06.003 -
点击查看大图
计量
- 文章访问数: 5484
- HTML全文浏览量: 2835
- PDF下载量: 19
- 被引次数: 0
