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人体表面及内部生活着数量巨大、种类多样的微生物，其中绝大部分是由细菌菌群组成的。肠道微生物和中枢神经系统之间存在相互作用，肠道微生物的异常可以通过“菌-肠-脑”轴参与到机体认知和社会行为等的复杂调控中，且已有多项研究发现肠道菌失调与抑郁症的发生密切相关[1]，会通过多种不同的方式和途径加速或诱导抑郁症的发生。口服药物治疗是目前常用的方式，可在一定程度上减缓病人症状，但是目前部分抗抑郁药物仍具有一定的局限性[2]。现已有研究发现，益生菌可以通过多重机制来控制抑郁样行为[3]，这为我们探索抗抑郁药物的研发提供了一个新的方向。本综述将从抑郁症、肠道菌代谢产物、作用分子水平出发探讨抑郁症的机制，在对现有益生菌生物制剂治疗抑郁症的研究发现的基础上，对肠道菌这一新靶点进行展望，为寻找抗抑郁药物研发的方向提供帮助。
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目前抑郁症确切的病理生理机制仍不清楚，多集中在单胺神经递质紊乱、肾上腺轴功能障碍、缺乏神经营养因子和促炎细胞因子过度等方面，随着肠道菌在抑郁症中的调控机制逐渐被揭示，肠道菌对相关致抑郁小分子的作用也逐渐被证实。
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据报道,细胞炎性因子在正常大脑以及大脑发育过程中十分重要，促炎因子可以直接或通过强效激活下丘脑-垂体-肾上腺轴（HPA轴）来诱导或加速抑郁症的发病[4]。HPA轴功能异常是抑郁病理生理机制的重要组成部分之一。目前有关抑郁症发病机制中作用的促炎性细胞因子有TNF-α、IL-1和IL-6 等，另外新的分子和机制也逐渐被发现。动物研究发现，动物在注入促炎性细胞因子后出现了一系列与抑郁症表现非常相似的行为学变化[5]。
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脑源性神经营养因子假说是抑郁症发病机制假说之一, BDNF是神经生长的重要调节因子, 当BDNF水平受到影响减少时会对抑郁症的发生起到促进作用[6]，有研究表明BDNF可以参与神经突触可塑性调控，与情绪障碍有很大的联系。
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神经递质是神经细胞交流的信使, 在个体心理和行为中发挥着重要作用, 抑郁症与神经递质异常有直接关系[7]。抑郁症假说之一表明抑郁是由于脑内单胺类神经递质缺乏引起的，另外有研究发现，其他的神经递质也有可能对抑郁症产生影响[8]。
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HPA轴是指下丘脑-垂体-肾上腺轴，糖皮质激素就是这条轴上的介质之一。研究发现糖皮质激素对维持机体正常生理状态十分重要，参与中枢神经系统的调节，可对抑郁的产生起到重要影响[9]。HPA轴的异常是导致神经行为异常的原因之一。
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某些针对抑郁患者或抑郁大鼠的研究发现，正常与抑郁状态下其肠道菌群的丰度存在显著差异，即抑郁状态会导致肠道菌丰度的改变[10-15]，大多导致拟杆菌门丰度增高而厚壁菌门丰度降低[10-13]。反之，肠道菌的紊乱对抑郁症的发生起到诱导或加速作用这一点也在多项研究中得到肯定[16]。
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在门水平上，Liu 等[10]通过对抑郁症患者和健康者进行比对发现两种状态下的肠道群的显著不同，拟杆菌门 Bacteroidetes增高，而厚壁菌门 Firmicutes 降低。除此之外，Chen 等[11]的实验也发现，抑郁症患者肠道菌在拟杆菌门Bacteroidetes、变形菌门 Proteobacteria 、厚壁菌门Firmicutes、放线菌门 Actinobacteria 这4个门中存在显著差异。
在正常与抑郁模型大鼠肠道菌中，差异同样显著存在。Yu 等[12]的实验研究表明了这一点，他们用16S rRNA基因测序法，对由慢性多变压力刺激建立的抑郁大鼠模型进行基因测定，发现与正常大鼠相比，抑郁大鼠模型肠道中厚壁菌门Firmicutes含量是减少的，而拟杆菌门Bacteroidetes含量是增多的。同样证实这一点的还有刘佳琳[13]，她通过对慢性不可预知温和应激实验所造的抑郁模型大鼠进行的实验，发现与正常大鼠相比，抑郁模型大鼠盲肠内容物中拟杆菌门Bacteroidetes和变形菌门Proteobacteria相对丰度升高，厚壁菌门Firmicutes的相对丰度降低。
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在科、属水平上，Jiang等[14]采用测定16S RNA这一细菌身份证片段基因的方法测定 30 例抑郁症患者肠道微生物的变化，发现氨基酸球菌属Acidaminococcus在抑郁症患者中表达上调。而荣晗等 [15]通过选取30岁以上的复发性抑郁症患者做肠道菌群丰度和种类及基因功能测定研究，也证实了氨基酸球菌属表达上调。
在大鼠抑郁模型中，Yu 等[12]实验结果表明，抑郁状态大鼠肠道中的分节丝状菌Candidatus Arthromitu 、颤杆菌克属 Oscillibacter 明显增加，Marvinbryantia、棒状杆菌属 Corynebacterium 、冷杆菌属 Psychrobacter、Christensenella Lactobacillus、Peptostreptococcaceae incertae se-dis、Anaerovorax、Clostridiales incertae sedis 和粪球菌属 Coprococcus 明显降低。刘佳琳[13]探究的抑郁模型大鼠显示，寡源杆菌属 Oligella 、另枝菌属 Alistipes 和脱硫弧菌属Desulfovibrio相对丰度显著增高而乳杆菌属 Lactobacillus 和罗姆布茨菌属Romboutsia 相对丰度显著降低。
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有研究显示肠道微生物可以调控HPA轴、细胞因子和单胺类神经递质等，Messaoudi等[16]将含有双歧杆菌及乳杆菌的配方物质及空白安慰剂随机分配给重度抑郁症患者口服后,通过严格的评价标准,试验组患者的精神压力、抑郁、焦虑、敌对症状评分均有显著改善，这表明通过补充益生菌可以改善抑郁行为。综合目前对抑郁症的肠道微生物多样性研究报道可以看出，拟杆菌门和厚壁菌门是抑郁症的代表微生物，拟杆菌门与抑郁症正相关，而厚壁菌门与抑郁症负相关。拟杆菌门与厚壁菌门比例的改变会导致抑郁症的发生发展。这些方面均提示肠道菌群可能与抑郁症的发病存在相关性。
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肠道菌代谢产物，如短链脂肪酸、吲哚等，被认为通过以下几种机制调节抑郁行为：对中央受体的直接作用；激活神经、免疫或内分泌途径的外周受体；组蛋白去乙酰化或DNA甲基化的表观遗传调控。通过代谢产物了解这些机制，有利于加深我们对抑郁症病因的理解，从而利用这些生物活性分子开发新策略进行有益的精神治疗。
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SCFAs是由肠道菌群厌氧发酵不可消化的碳水化合物产生，极易在大肠中被吸收。已有研究表明SCFAs参与消化、免疫和中枢系统功能，通过控制3个最丰富的SCFAs（丙酸、乙酸和丁酸盐）可以缓解小鼠的抑郁症状[17]。研究发现，抑郁症（MDD）病人体内出现了丙酸、乙酸和丁酸盐的减少[18]，而生活质量较高的人群拥有更多能够产生丁酸盐的肠道菌，如栖粪杆菌属 Faecalibacterium和粪肠球菌属 Coprococcus spp.，其中，栖粪杆菌属是肠道中最丰富的微生物属之一，对包括MDD在内的多种疾病具有重要的免疫功能和临床意义[19]。SCFAs能够结合并激活G蛋白偶联受体，使其在体内多个器官中广泛表达，推测SCFAs可能通过直接刺激神经通路或通过神经-内分泌和免疫激活的间接中枢作用来调控抑郁行为。
组蛋白去乙酰化酶活性的改变是抑郁的特征之一，例如，丁酸盐的全身给药诱导小鼠海马和额叶皮质的组蛋白乙酰化[20]以及反复注射丁酸钠通过海马组蛋白H3和H4的乙酰化介导抗抑郁作用[21]。色氨酸代谢改变是抑郁症的特征，其中，丙酸盐通过增加色氨酸羟化酶（TPH）促使色氨酸向5-羟色胺的转化[22]。
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研究表明，色氨酸经宿主（TDO和IDO）和肠道菌酶（色氨酸酶等）代谢后产生具有既定情绪调节特性的神经活性分子，包括5-HT、犬尿氨酸和吲哚。只有不到5%的色氨酸被色氨酸羟化酶沿着甲氧基吲哚途径转化为5-HT，其余95%通过犬尿氨酸途径由TDO和IDO酶代谢。色氨酸代谢紊乱（即色氨酸从5-HT转移到犬尿氨酸代谢合成）可能是典型抑郁症表现在情绪、认知和睡眠障碍的部分原因[23]。在被定植色氨酸代谢细菌的动物体内发现了色氨酸减少和海马体5-HT浓度增加，并伴有类似焦虑行为的减少[24]。
吲哚通过增加与上皮细胞结构和功能有关的基因表达来增强肠上皮屏障功能，并且通过影响孢子形成、质粒稳定性与耐药性、生物膜形成和毒力在微生物群落中发挥重要作用。另外，吲哚进一步代谢经氧化和偶联的产物——氧化吲哚和2，3-吲哚醌，同样是具有神经活性的信号分子，能够调节运动功能和情绪行为。2，3-吲哚醌是一种内源性单胺氧化酶（MAO）B抑制剂和苯二氮䓬受体拮抗剂，在小鼠和大鼠中都具有抗焦虑的特性[25]。
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其他肠道菌产生的代谢物质，如乳酸、胆汁酸、神经递质、胆碱代谢物、维生素等也会对抑郁产生一定影响。
乳酸是乳酸菌（乳酸乳球菌、格氏乳杆菌、罗伊氏乳杆菌等）、双歧杆菌和变形杆菌在哺乳动物寄主过程中对膳食纤维发酵产生的有机酸[26]，可以被几种细菌转化为SCFAs，对整个菌池有贡献。其调节情绪行为的一个潜在机制是通过直接激活受体GPR81，在海马体、新大脑皮层和小脑表达[27]。
胆汁酸是由胆固醇衍生的类固醇酸，在肝脏合成后分泌到小肠，并在回肠吸收。胆酸（CA）和鹅去氧胆酸（CDCA）这两种主要的胆汁酸在人体和大鼠的肠道中通过肠道菌群进一步结构修饰，转化为二级和三级胆汁酸[28]。胆汁酸具有局部去污性，能够乳化亲脂分子，进而促进营养物质的消化和吸收。此外，胆汁酸可能通过破坏紧密连接的表达，导致肠和中央上皮细胞的通透性，从而导致严重的抑制[29]。有研究表明，胆汁酸的作用在一定程度上可能取决于其物理和化学性质，而这些性质又取决于微生物介导的化合物修饰[30]。另一个可能会影响胆汁酸行为结果的因素是受体介导的响应。此外，一些胆汁酸，如碎石胆酸，可刺激中枢PXR和维生素D受体（VDR），具有良好的抗抑郁作用[31]。
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如今人们面临的各方面压力越来越大，抑郁症的发病率呈明显的上升趋势，已经成为一个严重的社会和医疗问题。但它发病机制十分繁杂，在治疗上有相当大的阻力。大量关于肠道菌的基础研究已经证实了肠道微生物的结构和多样性紊乱后会诱导或者加速抑郁症的发生，无论是临床统计观察还是实验动物模型检测，都证实了这一点，改善肠道微生物的状态能预防和治疗抑郁症，这一点也同样被研究佐证。
目前已有多项实验研究发现益生菌[32]以及中药复方提取物[33]等可以通过恢复抑郁状态下紊乱的肠道微生物结构来改善抑郁状态，这一点对抑郁症的治疗产生了极大的应用价值。但是基于肠道菌而进行抑郁症疾病药物研发的探究目前仍是处于初级阶段，对于抑郁症相关性高的肠道菌进行调控，是否会与其他肠道菌群产生反应而造成反作用或毒副作用影响机体健康，对于实验结果的普遍性和有效性能否做到更广泛的临床验证，对于直接补充肠道菌代谢产物是否比直接针对肠道菌群进行改造更有效，这些都是需要考虑的，因此，对于后续存在的问题有待继续挖掘和深入探索。
Advances in antidepressant therapy related to gut microbiota
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摘要:
目的 介绍肠道菌群与抑郁症的病理机制以及相关治疗的研究进展，为后续以肠道菌为靶点的抗抑郁药物的研发提供帮助。 方法 查阅近年来肠道菌群与抑郁症方面的33篇中英文文献进行分类总结，从肠道菌群的门、科、属水平的角度探讨了抑郁状态下肠道菌群多样性的变化，从分子水平上阐述了肠道菌与抑郁症发病机制之间的关系,总结现有相关研究，进一步探索以肠道菌群为靶点进行药物研发治疗的可行性。 结果 肠道菌紊乱与抑郁症之间相互作用，现有益生菌等生物制剂可通过改善肠道菌群病理状态下的紊乱对抑郁症治疗起到缓解作用。 结论 肠道菌群失调与抑郁的发生密切相关，以肠道菌为靶点的相关药物研发治疗，可能成为治疗抑郁症的新途径。 Abstract:Objective This paper introduces the research progress on the pathogenesis of depression related to gut microbiota and provides the resources for the subsequent development of antidepressant drugs targeting gut microbiota. Methods 33 literatures on gut microbiota and depression in recent years were reviewed. The changes of gut microbiota diversity under depression were discussed from the perspectives of phylum, family and genus. The relationship between gut microbiota and the pathogenesis of depression was expounded at the molecular level, and the existing relevant studies were summarized. The feasibility of drug development targeting gut microbiota was explored. Results There is a relationship between gut microbiota disorder and depression. Existing biological agents such as probiotics can alleviate depression by adjusting the disorder of gut microbiota. Conclusion The imbalance of gut microbiota is closely related to the occurrence of depression, and the development of drugs targeting gut microbiota may become a new way to treat depression. -
Key words:
- depression /
- gut microbiota /
- microbiome-gut-brain axis
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随着社会经济发展和饮食结构改变，功能性便秘（FC）发生率逐年攀升，并具有顽固性、复发性的特点，无根治特效药[1]，目前临床上对于便秘的干预措施主要包括药物、按摩、膳食调理等，但都存在依从性低、副作用明显、疗效不可靠等弊端[2]，新型抗便秘产品的研发具有迫切需求。黑蒜是一种发酵大蒜，在高温高湿条件下发酵一定时间制得[3]。黑蒜主要化学成分包括多糖、类黑精、蛋白质、多酚、含硫化合物等[4]，研究表明其具有显著的抗氧化、抗炎、抗肿瘤、抗肥胖[5-9]等作用，近年，黑蒜在通便相关的药食同源产品研发领域应用较多，但关于黑蒜抗便秘作用的研究较少，抗便秘功效成分更不明确，相关产品进一步研发与推广缺乏足够的科学依据。且黑蒜用于抗便秘每日需服用20 g以上[10]，易导致依从性差，难以长期坚持等问题。有研究发现大蒜多糖具有一定抗便秘作用[11]，而大蒜在加工成黑蒜的过程中糖类物质含量可增加数倍[12-13]，可合理推测黑蒜多糖可能具有更显著的抗便秘作用，是黑蒜抗便秘作用的物质基础之一，但目前还没有相关的研究。因此，本文建立复方地芬诺酯（CO.D）诱导的小鼠FC模型，探究黑蒜多糖的抗便秘作用，为新型抗便秘产品的研发提供科学依据。
1. 材料与仪器
1.1 实验材料
黑蒜（批号：20231030，上海明可名生物科技有限公司）；乳果糖口服液（规格：667 mg/ml，批号：22110047，北京韩美药品有限公司）；复方地芬诺酯片（2.5 mg/片，批号：210804，仁和堂医药连锁股份有限公司）。
1.2 实验试剂
D-无水葡萄糖（批号：S22J12H137237，源叶生物）；无水乙醇（批号：P2708277，泰坦科技）；生理盐水（批号：230327042，雷根生物）；4%多聚甲醛（批号：HP184401，博光生物）；浓硫酸（批号：
20230420）、 丙酮（批号：20230807 ）、石油醚（批号：20220507 ）均购自国药集团；三氯乙酸（批号：C14990699）、活性炭粉（批号：C14853603）、阿拉伯树胶粉（批号：C15109301）、苯酚（批号：C15031044）均购自麦克林生化；所有水均为超纯水机所制一级水。1.3 实验仪器
鼓风干燥箱DAG-924（满贤经贸）；循环水式多用真空泵SHB-III（明杰仪器）；万分之一天平JA1003（恒平仪器）；电热恒温水浴锅HWS-12（一恒仪器）；高速离心机M18G（创宜生物）；旋转蒸发器RE-52AA（亚荣仪器）；超纯水机Smart-S（和泰仪器）。
1.4 实验动物
SPF级C57雄性小鼠，体重18 ~22 g，许可证号： SCXK（浙）2019-00004，杭州子源实验动物科技有限公司。
2. 方法
2.1 黑蒜多糖的提取
取10 g黑蒜，按下列步骤处理： ①脱脂：剥去外壳，研磨成泥，85%乙醇水溶液（V/V）浸渍，常温静置8 h，抽滤，滤渣用85%乙醇水溶液洗涤2次，置于烘箱60℃挥干至无醇味，充分研磨获得脱脂黑蒜粉。②水提：所得脱脂黑蒜粉用80℃热水浸提1 h，料液比为1∶50，抽滤，滤液减压浓缩至原体积1/2。③脱蛋白：在浓缩液中加入等体积10%三氯乙酸水溶液，充分混匀，4℃静置10 h，离心取上清液。④醇沉：上清液加入无水乙醇，调节乙醇水溶液浓度为80%，充分混匀，4℃静置12 h，离心取沉淀。⑤干燥：挥干有机溶剂，烘箱60℃干燥，去除残留溶剂，得黑蒜多糖干燥粉末。
2.2 多糖含量的测定
采用苯酚-硫酸法[14]测定多糖含量。
2.2.1 葡萄糖标准曲线绘制
精密称取D-无水葡萄糖适量，配置为0.05、0.1、0.2、0.3、0.4、0.5 mg/ml的葡萄糖标准溶液，分别吸取250 μl于离心管中，依次加入6%苯酚溶液150 μl、浓硫酸625 μl，迅速振摇，静置反应30 min，吸取200 μl于96孔板，设置3个复孔，测量490 nm处吸光度。绘制葡萄糖标准曲线，求得回归方程。
2.2.2 样品测定
精密称取适量黑蒜多糖干燥粉末，加入蒸馏水配制成一定浓度的多糖溶液，根据酶标仪检测范围进行稀释。吸取250 μl多糖溶液于96孔板中，按照2.2.1项下方法进行测定，计算样品中多糖的含量，进一步计算黑蒜多糖的得率和纯度。
计算公式：黑蒜多糖得率（%）=
$ \dfrac{W2}{W1}\times 100\text{%} $ 黑蒜多糖纯度（%）=
$ \dfrac{C\times V\times D}{W2}\times 100\text{%} $ 式中：
$ W $ 1为黑蒜质量（g）；$ W $ 2为黑蒜多糖粉末质量；$ C $ 为样品中多糖的质量浓度（mg/ml）；$ V $ 为提取溶剂体积（ml）；$ D $ 为样品稀释倍数。2.3 动物实验给药剂量及配置
乳果糖口服液：乳果糖含量为667 mg/ml，正常成人用药量15 ml/d[15]，换算可得小鼠的用药剂量为4 g/（kg·d）。量取乳果糖口服液6 ml，加蒸馏水14 ml，配置成200 mg/ml的乳果糖口服液。
CO.D混悬液：参考贾红慧等[16]研究结果，选用5 mg/kg剂量CO.D造模，模型稳定、灵敏。取CO.D 4片，研磨成细粉，加蒸馏水20 ml，配置成0.5 mg/ml的 CO.D混悬液，使用前需充分混匀。
黑蒜多糖低、中、高剂量溶液：参考胡淼等[17]研究结果，黑蒜多糖低、中、高剂量组剂量分别选用0.25、0.5、1 g/kg。称取0.5、1、2 g黑蒜多糖干燥粉末，分别加蒸馏水20 ml，配置成25、50、100 mg/ml的黑蒜多糖溶液。
墨汁[18]：阿拉伯树胶于蒸馏水中加热至完全溶解，料液比为1∶8。加入5 g活性炭粉末，混合均匀，重复煮沸3次，冷却后定容至100 ml，使用前需充分混匀。
含药墨汁：取适量受试药，加入墨汁，配制成与上述受试药剂量相同的含药墨汁。
2.4 实验动物分组及给药方法
2.4.1 小鼠小肠墨汁推进实验
小鼠60只，适应性饲养1周，正常饮食饮水。给药前按照体重随机分为空白组、模型组、阳性组、黑蒜多糖低、中、高剂量组，每组10只。
按照0.1 ml/10 g灌胃给药。①给药：空白组和模型组小鼠给予蒸馏水，阳性组和黑蒜多糖组小鼠分别给予乳果糖口服液和黑蒜多糖溶液。1次/d，连续给药1周，观察并记录小鼠体重变化及一般状态。②造模：末次给药后禁食12 h，自由饮水，空白组小鼠灌胃蒸馏水，其余各组小鼠灌胃CO.D溶液。③给药：30 min后空白组、模型组灌胃墨汁，其它组小鼠灌胃相应含药墨汁。25 min后处死，剖取小鼠小肠（幽门至盲肠上端），平铺成直线，测量小肠总长度和墨汁推进距离，避免拉伸小肠，影响实验结果。
计算公式：小肠墨汁推进率（%）=墨汁推进距离（cm）/小肠总长度（cm）×100%
2.4.2 小鼠排便实验
分组、给药剂量及方法同“2.4.1”项下实验方法，给药后，记录每只小鼠首次排出黑便的时间、6 h内排出黑便的数量及重量，并进行粪便含水量测定，同时观察粪便性状。含水量测定方法为：将小鼠新鲜粪便置于提前干燥、称重的容器中，称重，于烘箱中干燥至重量不再变化，计算粪便含水量。
计算公式：粪便含水量（%）=
$ \dfrac{M1-M2}{M1}\times 100\text{%} $ 式中：M1为干燥前粪便质量（g），M2为干燥后粪便质量（g）。
2.5 统计学方法
采用SPSS 24统计软件进行数据分析，以均数±标准差（
$ \bar{X} $ ±S）表示计量资料。两两比较采用LSD-t检验，多组比较采用单因素方差分析，P<0.05表示差异有统计学意义，P<0.01表示差异显著，P<0.001表示差异极显著。3. 结果与分析
3.1 黑蒜多糖的得率和纯度
精密称量所得黑蒜多糖干燥粉末质量为0.832 g，代入公式计算可得黑蒜多糖的得率为8.32%。以葡萄糖浓度（mg/ml）为横坐标，吸光度为纵坐标，可得回归方程为Y=
2.2829 X+0.0764 ，相关系数r=0.9982 ，线性关系较好，代入回归方程计算可得黑蒜多糖的纯度为58.23%。3.2 黑蒜多糖对小鼠体重的影响
从表1可以看出，与空白组相比，各组小鼠体重均正常增长，无显著性差异，表明黑蒜多糖不会对正常小鼠体重产生影响。实验过程中，各组小鼠饮食正常，状态良好，无腹泻等不良反应，为后续实验提供前提保证。
表 1 黑蒜多糖对小鼠体重的影响组别 小鼠小肠墨汁推进实验 排便实验 初始体重
（m/g）最终体重
（m/g）初始体重
（m/g）最终体重
(m/g)空白组 21.28±1.15 22.23±1.19 21.80±1.02 22.90±0.61 模型组 21.20±1.36 22.24±1.22 21.58±1.00 22.64±0.84 阳性组 21.17±1.18 22.31±1.28 21.42±1.01 22.81±0.91 黑蒜多糖
低剂量组21.44±1.32 22.38±1.54 21.98±1.20 23.02±1.20 黑蒜多糖
中剂量组21.06±1.13 22.16±0.77 21.59±1.10 22.38±1.08 黑蒜多糖
高剂量组21.42±1.15 22.54±1.26 21.79±1.29 22.85±0.98 3.3 黑蒜多糖对小鼠小肠墨汁推进的影响
从表2可以看出，与空白组相比，模型组墨汁推进率极显著减小，表明本实验小鼠FC模型造模成功。与模型组相比，黑蒜多糖组小鼠墨汁推进率均显著增大，分别增大了24.75%、56.95%、95.25%，表明黑蒜多糖对FC模型小鼠小肠运动具有促进作用，且成剂量依赖性。
表 2 黑蒜多糖对小鼠小肠墨汁推进的影响组别 碳末推进距离
(l/cm)小肠总长度
(l/cm)墨汁推进率
(%)空白组 28.86±3.25 34.87±1.60 82.90±9.97 模型组 9.60±0.73*** 34.09±2.31 29.50±1.35*** 阳性组 26.94±3.55### 34.15±1.60 79.00±9.92### 黑蒜多糖
低剂量组12.58±1.15### 34.35±1.67 36.80±4.42# 黑蒜多糖
中剂量组16.01±2.06### 34.48±3.18 46.30±4.19### 黑蒜多糖
高剂量组19.95±1.60### 34.66±1.96 57.60±4.06### 注：*P<0.05，**P<0.01，***P<0.001，与空白组比较；#P<0.05，##P<0.01， ###P<0.001，与模型组比较。 3.4 黑蒜多糖对小鼠排便的影响
从表3可看出，与空白组相比，模型组小鼠首次排出黑便时间极显著延长，6 h排便粒数显著减少，6 h排便重量极显著减少，粪便含水量极显著降低，粪便呈球形或短椭圆形，部分串联，质地干硬，颜色普遍偏黑，表明本实验小鼠FC模型造模成功。与模型组相比，黑蒜多糖组小鼠首次排出黑便时间均极显著缩短，分别缩短了42.55%、44.99%、45.81%；6 h排便重量显著增加，分别增加了68.42%、78.95%、78.95%；粪便含水量极显著增大，分别增大了29.96%、32.78%和35.82%，粪便呈长椭圆形，质地较软，颜色为深棕色，无腹泻现象；除黑蒜多糖低剂量组外，中、高剂量组小鼠6 h排便粒数有统计学差异，分别增加了31.45%和32.52%。表明黑蒜多糖可能通过增大FC模型小鼠粪便含水量发挥促排便作用，各剂量组间效果差异不明显。
表 3 黑蒜多糖对小鼠排便及粪便含水量的影响组别 首黑便时间
（t/min）6 h排便数
（粒）6 h排便湿重
（m/g）6 h排便干重
（m/g）含水量
（%）空白组 111.50±8.98 16.50±3.51 0.46±0.10 0.22±0.04 52.16±2.53 模型组 241.50±19.54*** 11.13±2.75** 0.19±0.02*** 0.13±0.01*** 32.58±2.35*** 阳性组 121.50±110.81### 15.13±4.09# 0.41±0.12### 0.20±0.06## 50.06±1.83### 黑蒜多糖低剂量组 138.75±10.79### 13.75±2.71 0.32±0.08## 0.19±0.42# 42.34±2.27### 黑蒜多糖中剂量组 132.88±8.34### 14.63±3.66# 0.34±0.10## 0.19±0.05## 43.26±2.68### 黑蒜多糖高剂量组 130.88±9.09### 14.75±3.73# 0.34±0.12## 0.19±0.05## 44.25±6.72### 注：*P<0.05，**P<0.01，***P<0.001，与空白组比较；#P<0.05，##P<0.01，###P<0.001，与模型组比较。 4. 讨论
CO.D是一种止泻药，可通过抑制肠道平滑肌上的肠黏膜感受器抑制肠道运动，以减慢排便进程，减少排便次数，同时肠内容物与肠粘膜接触时间延长，可促进肠内容物水分的重吸收，降低粪便含水量，是常用的FC小鼠模型造模药[19]。因此，本文建立CO.D诱导的小鼠FC模型，探究黑蒜多糖的抗便秘作用。实验结果表明，黑蒜多糖可显著促进CO.D诱导的FC模型小鼠小肠蠕动，缩短排便时间，增加粪便含水量，从而发挥抗便秘作用。即成人每日服用约2 g黑蒜多糖便可达到较好疗效，用量仅为黑蒜的1/10[10]。给药期间小鼠状态良好、体重正常，未产生腹泻等副作用。因此，黑蒜多糖用于FC治疗可有效规避依从性差、副作用明显、疗效不可靠等弊端，前景广阔。此外，有相关研究发现，采用CO.D 10 mg/kg和15 mg/kg灌胃造模（大鼠）都存在停药后恢复的情况[20]，提示我们使用CO.D进行慢性便秘造模，在造模成功后的治疗给药阶段也需要持续用药，以维持药效。目前该便秘模型的建立没有统一标准，后续可对造模时间、造模剂量进行优化，为更深入的黑蒜多糖抗便秘机制研究提供基础。
FC是典型的胃肠动力障碍性疾病，现代研究普遍认为，其发病机制主要与卡哈尔间质细胞（ICCs）数量、功能以及分布异常、肠神经递质水平异常、水通道蛋白表达异常、氧化应激指标失衡、肠道菌群紊乱等有关[21-22]。大蒜多糖主要为果聚糖，占干重的65%，在发酵生成黑蒜的过程中，果聚糖因高温作用大量降解为低聚果糖（FOS）、果糖等小分子糖[23]。FOS在国际营养学界被称作“具有优良难消化性的水溶性膳食纤维”，还是典型的“超强双歧因子”。因其无法被肠道吸收，可被双歧杆菌等益生菌分解利用，短时间内促进双歧杆菌增殖10~100倍，分解生成的有机酸，可有效调节肠道pH，刺激肠道蠕动，促进排便[24]。双歧杆菌还可抑制有害肠道病菌生长、抵抗病原菌感染、产生维生素并促进矿物质吸收以维持肠道健康，有研究表明人体双歧杆菌含量随年龄增长逐渐减少是老年人易发生便秘的主要原因[25]。因此，需要进一步明确黑蒜多糖的单糖组成、相对分子质量以及结构，为后续抗便秘机制研究提供依据。此外，便秘成因复杂，可结合具体的证型如脾虚、血虚、阳虚、津亏等便秘模型进一步探究黑蒜多糖抗便秘作用的有效性。
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