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人类AGP是位于9号染色体长臂上的AGP-A、AGP-B和AGP-B′3个相邻基因簇的产物[7]。AGP-A基因编码血清AGP的主要成分AGP1（占血浆AGP的75%），而其他2个基因则编码AGP2 [8]。AGP1有AGP1*S、AGP1*F1和AGP1*F2三种等位基因，其中，AGP1*S和AGP1*F1在全球人群范围内均有分布，AGP1*F2（由AGP1*S和AGP1*F1演变而来[9]）在欧洲人、北非人和西亚人中很常见。相反，AGP2基因在大多数群体中是单态的。到目前为止，大约30个罕见的变异等位基因已通过电泳技术在相应的位点被区分开。在大鼠中，每个基因组只有一个AGP基因，位于第5染色体上。在小鼠中，AGP的3个主要基因（AGP1、AGP2和AGP3）在4号染色体上排列成一个簇，分别编码AGP1、AGP2和AGP3，这些基因与人类和大鼠的AGP基因结构相同，有6个外显子和5个内含子。一些研究表明，组成型的AGP-1水平远远高于AGP2（5倍），AGP1信使RNA（mRNA）的增加而不是AGP2 mRNA的增加是急性期反应期间小鼠AGP mRNA变化的主要原因[10]。此外，尽管AGP3基因序列与AGP2基因序列非常相似，但存在一定的差异。AGP3在内含子1中缺少86个核苷酸，而AGP2在内含子5中有一个额外的（GT碱基起始）28区。已在哺乳动物中观察到同源AGP基因，包括啮齿动物、猫、狗、猪、猴子和人类。小鼠、大鼠、兔和猪的AGP基因与人AGP的同源性分别为44%、59%、70%和70%[11]。
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AGP蛋白含有遗传多态性[12]。急性期刺激只能诱导AGP-A，因此AGP1是AGP家族中唯一的急性期蛋白。在人类中，AGP1前体是由201个残基组成的单个多肽链[13]。在蛋白质加工过程中，前18个残基的一个N-末端分泌信号肽被裂解，最终得到含有183个氨基酸的单链多肽，其中包括两个2硫键。AGP1和AGP2之间有22个氨基酸的差异。其他氨基酸可以出现在位置32和47上，导致多态性[14]。大鼠AGP蛋白的成熟形式分子量为40～44kDa[15]，是一种187个氨基酸的蛋白质，只有一个二硫键，每个分子含有6个N-键复合型低聚糖[16]。
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AGP是一种高酸性蛋白质，其等电点（pI）很低，在2.8～3.8之间[2]. 这种特性使AGP主要与碱性药物（如利多卡因、普萘洛尔、维拉帕米）结合，但也可与中性亲脂性分子（如类固醇激素）和酸性药物（如苯巴比妥）结合，而白蛋白则主要与酸性药物结合[17-18]。大多数药物以不同程度的亲和力与两种血浆蛋白结合。AGP的广泛和可变的唾液酸化是其低且宽pI的原因，这一特性可以影响药物亲和力，并最终影响药物代谢动力学(PK）[6]。由于大多数疾病状态下AGP水平增加[19]，具有高亲和力的药物可能表现出更高的结合状态，从而改变药物的PK特性，表现为药物的总清除率(CL）和静脉输注稳态分布容积(Vss）降低。AGP的酸性特质与大量唾液酸化的聚糖相关。人类AGP含有5个多肽主链的N-连接聚糖，每个N-连接聚糖可形成多个（2个、3个或4个）分支，这些分支都是唾液酸化的位点[20]。去涎酸可导致pI从4.2增加到4.7[21-22]。去涎酸和升高血浆pH值可降低药物与AGP的结合[23-24]。AGP在血清中去涎酸，无唾液酸AGP的内吞和降解由肝脏无唾液酸糖蛋白受体介导，即所谓的“肝结合蛋白”（HBP）[25]。
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蛋白质通常经历翻译后修饰，影响生理功能和半衰期（t1/2）。糖基化寡糖链（聚糖）是常见的翻译后修饰之一，在真核蛋白质中的发生率约为50%[26]。AGP在不同的物种中有不同数量的N-连接的潜在糖基化位点[27]，糖基化主要有3种变化：分支度、唾液酸化和岩藻糖基化。理论上，这种高度的结构多样性将产生超过105种不同的AGP糖型，每种糖型在每个糖基化位点上都可以进行独特的聚糖组合[2]，但在健康人血浆中仅观察到约12～20种聚糖组合。此外，聚糖链上的终末糖是造成聚糖多样性的主要原因，并且这种微异质性强烈依赖于病理生理条件。例如，在急性期反应的早期阶段，表达二氨基聚糖的糖类显著增加，同时AGP岩藻糖基化程度增加明显[28]；在特应性哮喘患者中，尽管血浆和支气管肺泡灌洗液AGP水平在两组之间相似，但与非哮喘患者相比，聚糖分支的程度发生了变化[27]。AGP的糖基化可能受饮食模式的影响,更高的糖基化与更健康的饮食模式相关。糖基化改变与多种疾病的发生发展有关，特别是癌症和2型糖尿病，研究表明饮食可能通过AGP糖基化改变影响疾病状态[29]。
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AGP主要由肝细胞和实质细胞合成[30]。AGP的肝外产生在40多年前就被描述过。人乳腺上皮细胞、Ⅱ型肺泡上皮细胞、人微血管内皮细胞、人粒细胞、单核细胞系THP-1、单核细胞、巨噬细胞和多形核白细胞已被证明能合成和分泌AGP。然而，在T和B淋巴细胞中未发现AGP[24]。组成型AGP基因在肝外器官如肺、乳腺、肾脏和脂肪组织中均有表达[2]。AGP属于先天免疫关键因素的APP家族一员，具有多样化的生物学活性。AGP活性的调节是复杂的。其中炎症不仅诱导AGP血清浓度的增加，而且诱导其碳水化合物部分质的改变，产生大量的糖型，每一种糖型都可能具有不同的活性[31]。AGP的调控主要包括内源性与外源性两方面的因素。
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炎性细胞因子TNFα、IL-1 、IL-8、IL-11和IL-6，以及C-反应蛋白（CRP）、结合珠蛋白（Hp）、血清淀粉样蛋白A（SAA）和血凝素等其他APP，已被证明可调节AGP表达水平[32-35]。研究发现肝、肠、血管壁、胰腺和肾脏中表达的核胆汁酸受体法尼类X受体（FXR）[36]，可以通过小鼠AGP1启动子上游的FXR反应元件激活小鼠肝脏AGP的表达[37]。小鼠AGP基因的诱导更为复杂，涉及到正、负两种转录因子（C/EBPβ[38] 和因子B [39-40]，两者均为核仁蛋白，包含在启动子180 bp区域中），它们在急性期反应中对AGP基因的转录诱导起协同作用。雌激素可以降低肌肉细胞和肝脏细胞的AGP蛋白表达及其启动子活性，阻断雌激素受体或者抑制p38丝裂原活化蛋白激酶可消除这种作用[41]。胆汁酸超载可以诱导肝细胞因子AGP表达[42]。另外，miR-362-3p被鉴定为AGP1的上游调节性miRNA，并对H/R损伤心肌细胞AGP1的mRNA和蛋白表达水平产生负调控[43]。
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反复服用苯巴比妥和利福平可通过独立于炎症途径的机制提高AGP血清水平[44]。维甲酸通过激活维甲酸受体α和维甲酸X受体α，在转录水平上以剂量依赖的方式增加AGP的表达[45]。铅可诱导AGP基因过度表达，可能与NF-κB途径的激活相关[46]。维生素D可诱导人单核细胞AGP1的表达[47]。大环内酯类抗生素影响着AGP的表达水平。例如，克拉霉素可以剂量依赖性地增加正常和糖尿病大鼠血清中AGP蛋白水平以及肝脏中AGP mRNA的稳态水平[48]；红霉素在体外和体内均以剂量和时间依赖的方式增加AGP蛋白的表达[49]。此外，临床研究发现用异丙肾上腺素、儿茶酚胺、纤溶酶原激活物抑制物1、他汀类药物或β受体阻滞剂治疗2型糖尿病或冠心病患者可以调节AGP水平[50]。
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脂肪组织是一种高度异质性和动态的器官，在调节能量代谢和胰岛素敏感性方面起着重要作用。除了在营养传感和能量储存/耗散方面的经典作用外，脂肪组织还分泌大量生物活性分子(称为脂肪因子)，通过旁分泌和/或内分泌作用参与免疫应答和代谢调节[51]。最近，AGP被鉴定为一种脂肪因子，在中枢通过与瘦素受体结合减少食物摄入，在外周通过抑制NF-κB和丝裂原活化蛋白激酶信号减轻脂肪组织炎症分别发挥作用[52-53]。研究发现AGP增加3T3-L1脂肪细胞的葡萄糖摄取活性，并减轻高血糖诱导的胰岛素抵抗以及TNF-α介导的脂肪细胞脂解，改善了肥胖和糖尿病db/db小鼠的葡萄糖和胰岛素耐受性[52]，表明AGP可以通过整合炎症和代谢信号保护脂肪组织免受过度炎症，从而避免引起脂肪组织的代谢功能障碍。另外的研究也表明AGP抑制脂肪组织中脂肪的生成可能是通过抑制胰岛素介导的葡萄糖氧化实现的[54]。最新的研究又将AGP的代谢功能定义为一种新的胆汁酸调节的肝细胞因子。宋浩利等人研究发现胆汁酸诱导肝脏AGP分泌，阻断脂肪细胞分化。在脂肪细胞分化过程中，AGP抑制C/EBPβ、KLF5、C/EBPα和PPARγ等成脂转录因子的基因表达，拮抗脂肪生成信号[42]。肝源性胆汁酸不仅是乳化膳食脂类的天然表面活性剂，而且是葡萄糖和脂类稳态的重要代谢调节剂[36]，这样的能量代谢调节作用可能是通过刺激AGP分泌产生的。脂肪组织中细胞外基质(ECM)的过量沉积被定义为脂肪组织纤维化，是代谢紊乱如肥胖和2型糖尿病的主要原因。近期王鹏源等人研究发现，AGP可以通过激活AMPK抑制TGF-β1的表达，在脂肪组织中发挥直接的抗纤维化作用[55]。定期规律运动克服肥胖所带来的益处，部分源于运动过程中分泌的一些细胞因子（包括蛋白质、肽、酶和代谢物），增加了白色脂肪组织中棕色脂肪细胞特异性基因的表达而诱导白色脂肪组织的褐变[56]。同时，研究发现适当的运动训练能够升高血浆AGP水平[57-58]，基于AGP与脂肪组织的密切关系，它很有可能在促进运动引起的白色脂肪棕色化中发挥一定的作用。
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拉姆塞等[59]研究发现急性期蛋白AGP可以与骨骼肌相互作用，抑制胰岛素刺激的葡萄糖氧化。另外，研究表明AGP具有抗疲劳作用，通过与细胞膜上CCR5受体结合激活AMPK，从而促进肌肉糖原合成增强肌肉耐力[49, 60]。同时，万静静等[49]发现大环内酯类药物红霉素通过升高AGP的表达增强骨骼肌细胞线粒体呼吸链氧化磷酸化能力，促进ATP生成水平来调节肌肉耐力。AMPK是一种关键的细胞能量传感器，在细胞能量水平降低（AMP:ATP和ADP:ATP比率升高）或某些激素刺激（如脂联素）下被激活[61]。在脂肪组织中，AMPK激活促进脂肪酸氧化，抑制脂质合成[62]。研究已经证明脂肪组织中AGP与AMPK存在相互作用[55]，因此，AGP在脂肪组织能量代谢方面的作用以及AGP如何作用于脂肪细胞的AMPK信号，是值得进一步研究的。
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AGP与糖尿病风险的增加密切相关。研究表明1型糖尿病儿童和青少年的血清和尿AGP水平均显著升高，是糖尿病微血管并发症的一个重要独立因素[63]。ChinaMAP通过全基因组关联分析探索了中国人群中2型糖尿病和肥胖遗传相关因素，发现AGP是2型糖尿病风险高频基因位点，进一步的血糖相关分析发现AGP1与空腹血糖（FBG）升高显著正相关[64]。在健康的年轻成年人中，高水平的体脂百分比与血浆AGP的升高具有相关性[65]，表明肥胖作为糖尿病的独立危险因素可能与AGP的升高有关。同时临床研究表明，AGP可以作为一个有意义的生物标志物，可用于区分患有代谢综合征的超重/肥胖女性和代谢健康的女性，而不依赖于体重、脂肪质量和体力活动/体能[66]。在慢性疲劳综合征患者和啮齿动物疲劳模型中，AGP在血液和肌肉等多种组织中显著升高，表明其作为一种抗疲劳蛋白具有指示性生物标志物的潜能[67]。研究发现代谢综合征患者组血清AGP值(P<0.001)显著高于对照组[68]，血清AGP水平与代谢综合征相关临床危险因素密切相关[69]，这些研究发现为利用AGP诊断青少年代谢综合征，以预防未来并发症提供了可能性。这些进一步验证了AGP在调节代谢稳态的作用，其在代谢相关疾病发生发展中可能发挥着重要作用。
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鉴于蛋白质组学和高分辨率质谱技术的最新进展，AGP定量和/或定性分析在疾病诊断、预后和特征描述方面的应用日益增多，使得AGP有可能成为提高相关疾病治疗成功率的鉴别标准。在此我们主要综述了AGP的结构特征、生化特性以及表达的调控，重点总结了AGP在调节代谢中的最新研究进展，表明它可能是一个与肥胖、代谢综合征等代谢性疾病相关的有前景的因素，为代谢性疾病的诊断、预防与治疗提供了一个新的策略方向。
The research progress on the basic characteristics and metabolic regulation of α1-acid glycoprotein
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摘要: 代谢稳态是机体生存必需的基础性功能。α1-酸性糖蛋白(AGP)是一种急性期蛋白，糖基化程度高达45%，具有高亲和力、低容量的特性。虽然AGP的生物学作用尚不完全清楚，但已经证明它可以调节免疫和代谢，并在携带药物转运，维持毛细血管屏障功能等方面发挥着重要作用。综述AGP的结构特征、生化特性，以及AGP的表达调控和代谢调节作用，提示其可能是代谢通路上的一个潜在关键因子，成为代谢性疾病的一个新的研究方向。Abstract: Metabolic homeostasis is a basic function necessary for the survival of the organism. α1-acid glycoprotein (AGP) is an acute phase protein with a glycosylation degree of up to 45%. It has high affinity and low capacity. Although the biological role of AGP is not fully understood, it has been proven that it can regulate immunity and metabolism, and play an important role in transporting drugs and maintaining capillary barrier function. In this review, the structural characteristics, biochemical characteristics and the regulation of AGP expression were reviewed, with emphasis on the regulatory role of AGP in metabolism, suggesting that AGP may be a potential key factor in metabolic pathways, which provides a new research direction for metabolic diseases.
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慢性脑缺血(CCI)是指各种原因引发的长期大脑血灌流量不足，在血管性痴呆和阿尔茨海默病等神经系统疾病的发展过程发挥重要作用[1-2]。长期慢性脑缺血会导致慢性神经炎症、海马自噬异常、脑部神经元凋亡[3-4]，为此，CCI已经严重威胁人类的健康。肠道被称为人类的“第二大脑”，肠道微生物参与周围神经系统和中枢神经系统的双向调节，并通过脑-肠互动（即脑-肠轴）与机体的神经系统密切相关[5]。研究证明中枢系统疾病会导致肠道菌群失调[6]，患者发生脑卒中后，不仅会出现胃肠道并发症，还会发生肠道菌群失调，例如肠道菌群中的阿克曼菌属（Akkermansia）会发生变化[7]。同时，肠道菌群失调也推动了脑卒中等疾病的发展，文献报道厚壁菌门增加与认知功能损伤有一定的关联[8-9]。因此，肠道菌群参与了脑部神经系统疾病的进展。中药复方虎杖清脉饮是上海市著名中医脉管病专家奚九一教授数十年临床诊治经验的总结，临床上对辩证属“热郁毒聚，脉滞络痹”的脑小血管损伤疗效显著。有报道虎杖清脉饮通过调节p38和NF-κB信号通路，抑制高糖诱导的人视网膜毛细血管内皮细胞的损伤[10]，提示虎杖清脉饮具有抗炎和抗凋亡作用。然而，虎杖清脉饮对慢性脑缺血的治疗作用缺乏临床前研究，作用机制尚不清楚。因此，本实验研究虎杖清脉饮对慢性脑缺血小鼠认知功能的影响，并基于肠道菌群角度初步探讨其作用机制，为防治慢性脑缺血提供新的思路。
1. 材料
1.1 动物
24只C57BL/6J雄性小鼠(20±5) g，购自常州卡文斯实验动物有限公司（动物合格证号：202112546）。饲养于海军军医大学药学系动物房，饲养条件为温度（24 ± 2） ℃，相对湿度70 %，每天光照时间为08:00至20:00，自由进食饮水。所有操作均符合海军军医大学实验动物伦理要求。
1.2 药物及试剂
虎杖清脉饮由上海中医药大学附属岳阳中西医结合医院提供。由虎杖、垂盆草、豨莶草、连翘、黄芪、鸡血藤和川芎七味常用中药制备[10]。所有药品粉碎成粗粉，蒸馏水浸泡，煮沸2次，每次40 min，合并滤液，浓缩至0.675 g/ml。银杏叶提取物由上海阿拉丁生物化学技术有限公司提供。
1.3 仪器与设备
Morris 水迷宫（上海奥尔科特生物科技有限公司）；组织脱水机、包埋机（武汉俊杰电子有限公司）；倒置生物显微镜（日本尼康）；病理切片机（上海俫卡仪器有限公司）；DYY-6C 型核酸电泳仪、ND2000 型光度计、9700 型PCR 仪、Quantus™型高灵敏荧光计、Miseq PE300测序平台（美吉生物公司）。
2. 方法
2.1 双侧颈总动脉狭窄模型（BCAS）的建立及动物分组
24只小鼠适应性饲养7 d后，随机分为4组：假手术组、模型组、阳性药组（银杏叶提取物）、虎杖清脉饮组，每组6只。小鼠腹腔注射1 %戊巴比妥钠（10 ml/kg）麻醉，并暴露颈总动脉(CCAs)。在体视显微镜下，将微型弹簧圈(钢丝直径0.08 mm，线圈内径0.18 mm，螺距0.5 mm，总长度2.5 mm)螺旋旋转固定在双侧颈总动脉上致颈总动脉狭窄使脑慢性灌注不足，建立BCAS模型。然后缝合手术部位，并对术后小鼠进行护理，直到它们意识清醒。造模6 w后，各组开始进行灌胃给药12 w。阳性药组给予银杏叶提取物（GBE）30 mg/kg，虎杖清脉饮组（HZQMY）给予虎杖清脉饮13.5 mg/kg，假手术组（Sham）和模型组（BCAS）给予等量生理盐水处理。
2.2 水迷宫实验
Morris水迷宫实验分为前5 d的定位航行实验和第6 d的空间探索实验。定位航行实验：主要用于测试小鼠的空间学习能力。实验历时5 d，每天每只小鼠训练3次。训练时随机选择一个象限开始，按顺时针方向训练3次。每次将该象限的池壁中点作为入水点，将小鼠面向池壁轻轻放入水中，尽量保持每次入水方式的一致，减少人为影响。小鼠每次分别从不同象限入水寻找逃逸平台，若小鼠找到登上平台，并停留5 s以上，则计时结束，水迷宫装置自动记录小鼠从入水到寻台成功的时间，即为逃避潜伏期。如果在60 s后仍未登上平台，计时也将停止，将小鼠人为引上平台休息1 min，且当次的逃避潜伏期记录为60 s。
空间探索实验：主要用于测试小鼠的空间记忆能力。在定位航行实验结束的第2d，撤除平台，选择与第四象限最远的第二象限池壁中点为小鼠入水点，将小鼠面向池壁轻轻放入池中，使小鼠自由游泳60 s并记录这60 s内小鼠在原平台的停留时间、穿过原平台所在位置的次数作为判断小鼠空间记忆能力差异的指标。
2.3 LFB染色
治疗结束后，每组各取6只小鼠，用1 %戊巴比妥钠（10 ml/kg）腹腔注射麻醉，4 %多聚甲醛灌注后，取脑石蜡包埋，切片，厚度5 μm，用于LFB(Luxol Fast Blue stain)染色。将石蜡切片常规脱蜡至水，加入LFB染色液于60 ℃烤箱染色3 h。95 %乙醇洗去多余染色液，蒸馏水冲洗。Luxol分化液分化15 s，70 %乙醇分色。重复分化步骤，直至胼胝体和皮质之间形成鲜明对比。梯度乙醇脱水，二甲苯透明，中性树胶封片，在显微镜下采集图片。
2.4 肠道菌群测序分析
末次给药后禁食12 h，脱颈椎处死小鼠，处死方法符合动物福利伦理要求，无菌条件下取盲肠内容物，置于液氮中速冻保存。送至美吉生物技术股份有限公司进行DNA提取，合格样品进一步进行高通量测序。
2.5 数据处理与分析
运用美吉生物信息云（https://cloud.majorbio.com/）进行数据的处理，利用美吉生信云UParse软件（v7.0.1090）进行OTU（operational taxonomic units）分析、Alpha多样性分析、稀释曲线分析；利用美吉生信云tax_summary_a文件夹中的数据表和R语言（version 3.3.1）工具统计和作图进行物种组成分析；利用Qiime计算Beta多样性距离矩阵；利用美吉生信云进行线性判别分析（LEfSe），计算多级物种之间的差异。
2.6 统计分析
采用统计软件SPSS 19.0、GraphPad 9.0进行分析。符合正态分布的计量数据以（
$\bar{x}$ ±s）表示，多组间比较采用单因素方差分析（One-Way ANOVA)。以P<0.05表示有显著性差异，以P<0.01表示有极显著性差异。3. 结果
3.1 虎杖清脉饮对小鼠学习记忆能力和白质损伤的影响
如图1A所示，假手术组小鼠从水迷宫实验第1 d开始到第5 d，逃避潜伏期在不断减少。而模型组小鼠随天数的增加，找到平台的时长并没有明显缩短，并且与假手术组相比，第4天和第5天逃避潜伏期有显著性差异（P<0.05），各给药组小鼠逃避潜伏期在逐渐减少，第5天阳性药组、虎杖清脉饮组与模型组之间的逃避潜伏期差异有统计学意义(P<0.05)。如图1B所示，模型组小鼠的跨越平台次数显著少于假手术组（P<0.01）。而虎杖清脉饮组的跨越平台次数显著大于模型组（P<0.01）。如图1C所示，模型组小鼠的目标象限百分比显著少于假手术组（P<0.05），阳性药组和虎杖清脉饮组的目标象限百分比均显著大于模型组（P<0.05），提示虎杖清脉饮可以改善慢性脑缺血小鼠的学习记忆能力。如图1D所示，假手术组中，小鼠胼胝体的LFB染色，髓鞘排列整齐，无水肿、碎裂及空泡的形成。模型组，LFB着色浅，髓鞘崩解，部分髓鞘空泡化。经银杏叶提取物和虎杖清脉饮治疗，髓鞘病变减轻，染色加深，提示虎杖清脉饮可以改善慢性脑缺血小鼠的白质损伤。
图 1 虎杖清脉饮对小鼠学习记忆能力和白质损伤的影响（n=6，$ \bar{x} $ ±s）Sham-假手术组；BCAS-模型组；GBE-阳性药组；HZQMY-虎杖清脉饮组（下同）A.小鼠的逃避潜伏期；B.平台穿越次数；C.目标象限百分比；D. 小鼠脑组织 LFB染色；* P <0.05，** P <0.01，与假手术比较；# P <0.05，## P <0.01，与模型组比较3.2 小鼠肠道菌群物种注释与评估
各组小鼠肠道菌群优化后序列数目为964830，碱基数目为398083175，平均长度为412 bp，序列长度分布在400~440 bp内。图2A为3组小鼠肠道微生物等级丰度曲线，从丰度曲线可以看到各组在缓慢平稳下降，说明各组小鼠肠道菌群物种丰富度高并且分布均匀。图2B、2C所示，总物种曲线可分析样本包含的物种总和，共享物种曲线可分析样本共享物种数目，本研究各组总数目和共享项目增加或减少趋势均逐步减缓并趋于平坦，表明各组样本量满足评估物种丰富度和核心物种数的要求。
3.3 各组小鼠肠道菌群Alpha多样性分析
如图3A、3B、3C所示，丰富度实际观测值指数、物种丰富度ACE指数和物种丰富度Chao1指数可解释生物群落丰富度。相较于假手术组，模型组小鼠肠道菌群丰富度显著下降（P<0.05）；相较于模型组，虎杖清脉饮组肠道菌群丰富度显著升高（P<0.05），说明虎杖清脉饮可以提升模型组小鼠肠道菌群的丰富度。如图3D所示，3组小鼠肠道菌群的Shannon均匀度测量指数无明显差异。综上，模型组慢性脑缺血小鼠菌群的物种丰富度明显下降，虎杖清脉饮可提升慢性脑缺血小鼠菌群的物种丰富度。
图 3 各组小鼠肠道菌群Alpha多样性分析（n=6，$ \bar{{x}} $ ±s）A .丰富度实际观测值指数；B. 物种丰富度ACE指数；C. 物种丰富度Chao1指数；D. Shannon均匀度测量指数；* P<0.01，与假手术比较；# P<0.05，与模型组比较3.4 小鼠肠道菌群Beta多样性分析
通过主成分分析（PCA）各组小鼠样本菌群群落组成差异，运用反差分解，在图中通过距离反映不同组之间的组成差异，如样本物种组成越相似，反映在主成分分析图中的距离越近。假手术组和模型组聚集在一起，说明模型组对肠道菌群的影响较小。而虎杖清脉饮组与模型组距离较远，说明慢性脑缺血小鼠肠道菌群改变较小，虎杖清脉饮具有调控模型组小鼠肠道菌群组成的作用（图4）。
3.5 小鼠肠道菌群物种组成及差异分析
3.5.1 基于门水平差异性分析
门水平上，3组小鼠肠道中占主导地位的微生物主要有厚壁菌门（Firmicutes）、拟杆菌门（Bacteroidota）、脱硫菌门（Desulfobacterota）、髌骨细菌门（Patescibacteria）、放线菌门（Actinobacteriota），其中后壁菌门和拟杆菌门为优势门类（图5A）。由图5B所示，各组小鼠肠道菌群中髌骨细菌门
和弯曲菌门丰度有显著性差异（P<0.05）。如图5C所示，相较于假手术组，模型组疣微菌门丰度显著升高（P<0.05）。如图5D所示，相较于模型组，虎杖清脉饮组小鼠的疣微菌门丰度显著降低（P<0.05），髌骨细菌门丰度显著增加（P<0.05）。门水平差异性分析显示，慢性脑缺血小鼠疣微菌门丰富度增加；虎杖清脉饮降低慢性脑缺血小鼠疣微菌门和增加髌骨细菌门的群落丰度。 
图 5 各组小鼠肠道菌群门水平组成及差异分析（n=6，$ \bar{x} $ ±s）A.各组样本的优势物种及其相对丰度； B.各组样本门水平群落丰度差异；C. Sham组与BCAS组菌门群落丰度差异；D. BCAS组与HZQMY组菌门群落丰度差异；* P<0.05，与假手术比较；# P<0.05，与模型组比较3.5.2 基于属水平差异性分析
属水平上，3组小鼠肠道中优势菌为毛螺菌科_NK4A136_group、norank_f_Muribaculaceae和乳杆菌属(Lactobacillus)等（图6A）。如图6B所示，3组小鼠的肠道菌群中，阿克曼菌属（Akkermansia）、绿脓杆菌（Turicibacter）、嗜木聚糖真杆菌属（Eubacterium_xylanoPhilum_group）、异杆菌属（Allobaculum）、丹毒荚膜菌属（Erysipelatoclostridium）、回肠杆菌（Ileibacterium）、乳酸球菌属（Lactococcus）群落丰度具有显著性差异（P<0.05，P<0.01）。如图6C所示，与假手术组相比，模型组阿克曼菌属、丹毒荚膜菌属丰度显著上升（P<0.05）；嗜木聚糖真杆菌属、异杆菌属、绿脓杆菌、回肠杆菌和乳酸球菌属丰度显著下降（P<0.05，P<0.01）。如图6D所示，与模型组相比，虎杖清脉饮组的阿克曼菌属、丹毒荚膜菌属丰度显著下降（P<0.05）；嗜木聚糖真杆菌属、异杆菌属、绿脓杆菌、回肠杆菌和乳酸球菌属丰度显著上升（P<0.05，P<0.01）。
图 6 各组小鼠肠道菌群属水平组成及差异分析（n=6，$ \bar{x} $ ±s）A.各组样本的优势物种及其相对丰度；B.各组样本属水平群落丰度差异；C.假手术组与模型组菌属群落丰度差异；D.模型组与虎杖清脉饮组菌属群落丰度差异；* P<0.05，**P<0.01，与假手术比较；# P<0.05，## P<0.01，与模型组比较3.6 各组小鼠肠道菌群LEfSe多级物种差异判别分析
如表1所示，LEfSe可以检测各组之间存在显著丰度差异特征。相较于假手术组，模型组疣微菌门（P_Verrucomicrobiota）、疣微菌纲（c_Verrucomicrobiae）、疣微菌目（o_Verrucomicrobiales）、阿克曼菌科（f_Akkermansiaceae）等相对丰度显著上调；嗜木聚糖真杆菌属（g_Eubacterium_xylanophilum_group）、罗氏菌属（g_Roseburia）、回肠杆菌属（g_Ileibacterium）等相对丰度显著下调，表明慢性脑缺血小鼠上述肠道菌群丰度发生显著性变化。
表 1 各组小鼠肠道菌群LEfSe多级物种差异判别分析菌群 模型组vs
假手术组虎杖清脉饮组vs
模型组疣微菌门（P_Verrucomicrobiota） ↑ ↓ 疣微菌纲（c_Verrucomicrobiae） ↑ ↓ 疣微菌目（o_Verrucomicrobiales） ↑ ↓ 克里斯滕菌目（o_Christensenellales） ↑ 阿克曼菌科（f_Akkermansiaceae） ↑ ↓ 克里斯滕菌科（f_Christensenellaceae） ↑ 粪芽孢菌属（g_Coprobacillus） ↑ ↓ 阿克曼菌属（g_Akkermansia） ↑ ↓ 嗜胆菌属（g_Bilophila） ↑ 克里斯滕菌属
（g_Christensenellaceae_R-7_group）↑ 丹毒荚膜菌属（g_Erysipelatoclostridium） ↑ ↓ 嗜木聚糖真杆菌属（g_Eubacterium_xylanophilum_group） ↓ 罗氏菌属（g_Roseburia） ↓ 未分类克里斯滕森菌科（g_unclassified_f_Christensenellaceae） ↓ 异杆菌属（g_Allobaculum） ↓ ↑ 理研菌属（g_Rikenella） ↓ 绿脓杆菌属（g_Turicibacter） ↓ ↑ g_Tyzzerella ↓ 回肠杆菌属（g_Ileibacterium） ↓ 蓝细菌纲（c_Cyanobacteriia） ↓ f_Tannerellaceae ↓ f_norank_o_Chloroplas ↓ g_norank_f_norank_o_Chloroplast ↓ 副杆菌属（g_Parabacteroides） ↓ o_PeptostrePtococcales-Tissierellales ↑ 髌骨细菌门（P_Patescibacteria） ↑ c_Saccharimonadia ↑ o_Saccharimonadales ↑ f_Saccharimonadaceae ↑ 丹毒丝菌科（f_Erysipelotrichaceae） ↑ 消化链球菌科（f_Peptostreptococcaceae） ↑ g_Candidatus_Saccharimonas ↑ g_UCG-005 ↑ g_Romboutsia ↑ 嗜木聚糖真杆菌属（g_Eubacterium_xylanophilum_group） ↑ g_norank_f_Atopobiaceae ↑ 安德克氏菌属（g_Adlercreutzia） ↑ 分节丝状菌属（g_Candidatus_Arthromitus） ↑ g_Lachnospiraceae_UCG-006 ↑ g_NK4A214_group ↑ 注：↑表示相对丰度增加，↓表示相对丰度降低。 相较于模型组，虎杖清脉饮组疣微菌纲（c_Verrucomicrobiae）、蓝细菌纲（c_Cyanobacteriia）、疣微菌门（P_Verrucomicrobiota）、阿克曼菌科（f_Akkermansiaceae）、阿克曼菌属（g_Akkermansia）、粪芽孢菌属（g_Coprobacillus）、丹毒荚膜菌属（g_Erysipelatoclostridium）、副杆菌属（g_Parabacteroides）等相对丰度显著下调；丹毒丝菌科（f_Erysipelotrichaceae）、消化链球菌科（f_PeptostrePtococcaceae）、绿脓杆菌属（g_Turicibacter）、异杆菌属（g_Allobaculum）、嗜木聚糖真杆菌属（g_Eubacterium_xylanophilum_group）等相对丰度显著上调。说明虎杖清脉饮通过调节嗜木聚糖真杆菌属、异杆菌属、绿脓杆菌、疣微菌、阿克曼菌和丹毒荚膜菌的丰度，达到治疗慢性脑缺血的治疗作用。
4. 讨论
慢性脑缺血会损害脑血管，导致患者身体残疾、认知障碍或抑郁样行为。慢性脑缺血(CCI)被认为是血管性痴呆的一个病理生理标志[1-2]，它是血管认知障碍(VCI)最严重的阶段和形式，与推理、学习和记忆方面的问题有关[11-12]。
近年来，大量的研究展示了肠道微生物对人体的生长发育有重要作用，当肠道微生物失调时，可能造成神经功能缺陷，进而出现神经退行性疾病[13-14]。肠道微生物参与周围神经系统和中枢神经系统的双向调节，并通过脑-肠轴调节参与机体的免疫、代谢、神经、内分泌等系统，进而影响多种神经系统疾病的发生[15-16]。研究显示，神经类疾病如阿尔兹海默症、抑郁症、帕金森疾病等都存在宿主肠道菌群紊乱的现象，并且发现肠道菌群能通过神经内分泌和自主神经实现脑-肠信号转导，从而参与调节宿主的神经-内分泌-免疫网络，影响宿主的情绪、认知或行为改变[17]。
虎杖清脉饮由虎杖、垂盆草、豨莶草、连翘、黄芪、鸡血藤和川芎组成，虎杖为君药，《药性论》曰：“虎杖，压一切热毒”。虎杖性味苦，寒，在方中起清热解毒、凉血祛瘀的功效。虎杖对神经具有保护作用，如虎杖苷可通过调控lncRNA-MALAT1发挥脑微血管内皮细胞保护作用；虎杖苷可以激活SIRT1信号通路减轻大鼠创伤性脑损伤[18]。连翘[19]、垂盆草及豨莶草[20-21]共为臣药。连翘味苦，微寒，属于清热解毒药，《医学衷中参西录》：连翘具升浮宣散之力，可流通气血。垂盆草味甘、淡，性凉，豨莶草性味辛、苦，寒，二者具有清热解毒，祛风通络之功。三药联用助虎杖清热解毒，又能增强通络的作用。鸡血藤[22]、黄芪共为方中佐药。鸡血藤温而不烈，活血祛瘀兼有补血功效；黄芪甘温，具有益气扶正之功，治久病气虚。三者可治血瘀气虚兼症，并能制君药和臣药苦寒，保护脾胃。川芎[23]辛温，既能祛风，又能行气活血，引诸药上行巅顶，为佐而兼使之用。其中的川芎嗪、阿魏酸、藁本内酯等[24-25]化学成分有明显脑保护作用。诸药合用，共奏清热解毒、活血通络之功。本研究通过减少颈总动脉的血流量，成功建立慢性脑缺血小鼠的模型。
通过水迷宫实验和LFB染色表明虎杖清脉饮对小鼠慢性脑缺血具有保护作用，从肠道菌群的角度观察发现慢性脑缺血将会导致小鼠菌群的物种的丰富度有所下降，并且其中疣微菌门、阿克曼菌属和丹毒荚膜菌属相对丰度上升，而嗜木聚糖真杆菌属和异杆菌属的相对丰度下降；虎杖清脉饮具有增加小鼠肠道菌群物种丰富度的作用，以及回调因为慢性脑缺血而导致菌属变化的作用。阿克曼菌隶属于疣微菌门，是肠道微生物中唯一一个来自疣微菌门的细菌。阿克曼菌[26] 是一种以肠黏膜层中的黏蛋白为食，降解黏蛋白和黏液层。当艾克曼菌异常增加时，会导致肠道屏障的受损，进而诱发肠道炎症和LPS大量进入血液影响其他脏器。有相关文献报道[27] ，在中风患者的肠道艾克曼菌中异常增长。同时，丹毒荚膜菌[28]的丰度也随着帕金森患者胃肠功能障碍增加而增加，这与我们的实验结果相符。嗜木聚糖真杆菌和异杆菌[29-30] 属于短链脂肪酸产生菌，短链脂肪酸[31-32] 可以降低肠道的通透性以及加强肠道屏障的防御力，调节免疫细胞趋化性、活性氧（ROS）释放以及细胞因子释放而具有抗炎功能，短链脂肪酸也可以促进脑内海马神经的发生和延长。虎杖清脉饮减少阿克曼菌属的相对丰度；增加嗜木聚糖真杆菌属和异杆菌属的相对丰度，进而维持肠道屏障功能的完整性，降低机体内的炎症反应，保护血脑屏障[5]。综上所述，虎杖清脉饮对慢性脑缺血小鼠的治疗作用与其对慢性脑缺血小鼠肠道菌群失调的改善作用具有相关性。
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[1] TOKITA K, SCHMID K. Variants of alpha-1-acid glycoprotein[J]. Nature,1963,200:266. doi: 10.1038/200266a0 [2] FOURNIER T, MEDJOUBI-N N, PORQUET D. Alpha-1-acid glycoprotein[J]. Biochim Biophys Acta,2000,1482(1-2):157-171. doi: 10.1016/S0167-4838(00)00153-9 [3] HEEGAARD P M, MILLER I, SORENSEN N S, et al. Pig α1-acid glycoprotein: characterization and first description in any species as a negative acute phase protein[J]. PLoS One,2013,8(7):e68110. doi: 10.1371/journal.pone.0068110 [4] BLAIN P G, MUCKLOW J C, RAWLINS M D, et al. Determinants of plasma alpha 1-acid glycoprotein (AAG) concentrations in health[J]. Br J Clin Pharmacol,1985,20(5):500-502. doi: 10.1111/j.1365-2125.1985.tb05107.x [5] BIENVENU J, SANN L, BIENVENU F, et al. Laser nephelometry of orosomucoid in serum of newborns: reference intervals and relation to bacterial infections[J]. Clin Chem,1981,27(5):721-726. doi: 10.1093/clinchem/27.5.721 [6] KREMER J M, WILTING J, JANSSEN L H. Drug binding to human alpha-1-acid glycoprotein in health and disease[J]. Pharmacol Rev,1988,40(1):1-47. [7] UMETSU K, YUASA I, HARADA A, et al. Orosomucoid phenotyping with monoclonal antibodies: polymorphic occurrence of ORM1*Q0 in aboriginal Taiwanese populations[J]. Hum Hered,1995,45(4):181-185. doi: 10.1159/000154286 [8] DENTE L, PIZZA M G, METSPALU A, et al. Structure and expression of the genes coding for human alpha 1-acid glycoprotein[J]. EMBO J,1987,6(8):2289-2296. doi: 10.1002/j.1460-2075.1987.tb02503.x [9] YUASA I, UMETSU K, VOGT U, et al. Human orosomucoid polymorphism: molecular basis of the three common ORM1 alleles, ORM1*F1, ORM1*F2, and ORM1*S[J]. Hum Genet,1997,99(3):393-398. doi: 10.1007/s004390050378 [10] CARTER K C, POST D J, PAPACONSTANTINOU J. Differential expression of the mouse alpha 1-acid glycoprotein genes (AGP-1 and AGP-2) during inflammation and aging[J]. Biochim Biophys Acta,1991,1089(2):197-205. doi: 10.1016/0167-4781(91)90008-A [11] COOPER R, PAPACONSTANTINOU J. Evidence for the existence of multiple alpha 1-acid glycoprotein genes in the mouse[J]. J Biol Chem,1986,261(4):1849-1853. doi: 10.1016/S0021-9258(17)36019-2 [12] FITOS I, VISY J, ZSILA F, et al. Specific ligand binding on genetic variants of human alpha1-acid glycoprotein studied by circular dichroism spectroscopy[J]. Biochem Pharmacol,2004,67(4):679-688. doi: 10.1016/j.bcp.2003.09.039 [13] SCHMID K, KAUFMANN H, ISEMURA S, et al. Structure of 1 -acid glycoprotein. The complete amino acid sequence, multiple amino acid substitutions, and homology with the immunoglobulins[J]. Biochemistry,1973,12(14):2711-2724. doi: 10.1021/bi00738a026 [14] KOPECKÝ V Jr, ETTRICH R, HOFBAUEROVÁ K, et al. Structure of human alpha1-acid glycoprotein and its high-affinity binding site[J]. Biochem Biophys Res Commun,2003,300(1):41-46. doi: 10.1016/S0006-291X(02)02765-1 [15] RICCA G A, HAMILTON R W, MCLEAN J W, et al. Rat alpha 1-acid glycoprotein mRNA. Cloning of double-stranded cDNA and kinetics of induction of mRNA levels following acute inflammation[J]. J Biol Chem,1981,256(20):10362-10368. doi: 10.1016/S0021-9258(19)68627-8 [16] YOSHIMA H, MATSUMOTO A, MIZUOCHI T, et al. Comparative study of the carbohydrate moieties of rat and human plasma alpha 1-acid glycoproteins[J]. J Biol Chem,1981,256(16):8476-8484. doi: 10.1016/S0021-9258(19)68868-X [17] SCHLEY J, MÜLLER-OERLINGHAUSEN B. Investigation of the binding of various tricyclic neuroleptics and antidepressants to alpha 1-acid glycoprotein[J]. J Pharm Pharmacol,1986,38(2):102-106. [18] KERKAY J, WESTPHAL U. Steroid-protein interactions. XIX. Complex formation between alpha 1-acid glycoprotein and steroid hormones[J]. Biochim Biophys Acta,1968,170(2):324-333. doi: 10.1016/0304-4165(68)90012-3 [19] WRIGHT J D, BOUDINOT F D, UJHELYI M R. Measurement and analysis of unbound drug concentrations[J]. Clin Pharmacokinet,1996,30(6):445-462. doi: 10.2165/00003088-199630060-00003 [20] SCHMID K. Human plasma alpha 1-acid glycoprotein: biochemical properties, the amino acid sequence and the structure of the carbohydrate moiety, variants and polymorphism[J]. Prog Clin Biol Res,1989,300:7-22. [21] EAP C B, CUENDET C, BAUMANN P. Orosomucoid (alpha-1 acid glycoprotein) phenotyping by use of immobilized pH gradients with 8 M urea and immunoblotting. A new variant encountered in a population study[J]. Hum Genet,1988,80(2):183-185. doi: 10.1007/BF00702865 [22] IIJIMA S, SHIBA K, KIMURA M, et al. Changes of alpha1-acid glycoprotein microheterogeneity in acute inflammation stages analyzed by isoelectric focusing using serum obtained postoperatively[J]. Electrophoresis,2000,21(4):753-759. doi: 10.1002/(SICI)1522-2683(20000301)21:4<753::AID-ELPS753>3.0.CO;2-Y [23] PONGANIS K V, STANSKI D R. Factors affecting the measurement of lidocaine protein binding by equilibrium dialysis in human serum[J]. J Pharm Sci,1985,74(1):57-60. doi: 10.1002/jps.2600740115 [24] WONG A K, HSIA J C. In vitro binding of propranolol and progesterone to native and desialylated human orosomucoid[J]. Revue Can De Biochimie et Biol Cell,1983,61(10):1114-1116. doi: 10.1139/o83-142 [25] ASHWELL G, HARFORD J. Carbohydrate-specific receptors of the liver[J]. Annu Rev Biochem,1982,51:531-554. doi: 10.1146/annurev.bi.51.070182.002531 [26] APWEILER R, HERMJAKOB H, SHARON N. On the frequency of protein glycosylation, as deduced from analysis of the SWISS-PROT database[J]. Biochim Biophys Acta,1999,1473(1):4-8. doi: 10.1016/S0304-4165(99)00165-8 [27] LUO Z M, LEI H, SUN Y, et al. Orosomucoid, an acute response protein with multiple modulating activities[J]. J Physiol Biochem,2015,71(2):329-340. doi: 10.1007/s13105-015-0389-9 [28] VAN DIJK W, HAVENAAR E C, BRINKMAN-VAN DER LINDEN E C. Alpha 1-acid glycoprotein (orosomucoid): pathophysiological changes in glycosylation in relation to its function[J]. Glycoconj J,1995,12(3):227-233. doi: 10.1007/BF00731324 [29] KIM T, XIE Y, LI Q, et al. Diet affects glycosylation of serum proteins in women at risk for cardiometabolic disease[J]. Eur J Nutr,2021,60(7):3727-3741. doi: 10.1007/s00394-021-02539-7 [30] BERGER E G, ALPERT E, SCHMID K, et al. Immunohistochemical localization of alpha1-acid-glycoprotein in human liver parenchymal cells[J]. Histochemistry,1977,51(4):293-296. doi: 10.1007/BF00494364 [31] CECILIANI F, LECCHI C. The immune functions of α1 acid glycoprotein[J]. Curr Protein Pept Sci,2019,20(6):505-524. doi: 10.2174/1389203720666190405101138 [32] ALAM T, PAPACONSTANTINOU J. Interaction of acute-phase-inducible and liver-enriched nuclear factors with the promoter region of the mouse. alpha. 1-acid glycoprotein gene-1[J]. Biochemistry,1992,31(7):1928-1936. doi: 10.1021/bi00122a005 [33] BAUMANN H, GAULDIE J. Regulation of hepatic acute phase plasma protein genes by hepatocyte stimulating factors and other mediators of inflammation[J]. Mol Biol Med,1990,7(2):147-159. [34] WIGMORE S J, FEARON K C, MAINGAY J P, et al. Interleukin-8 can mediate acute-phase protein production by isolated human hepatocytes[J]. Am J Physiol,1997,273(4):E720-E726. [35] SMITH S A, WATERS N J. Pharmacokinetic and pharmacodynamic considerations for drugs binding to alpha-1-acid glycoprotein[J]. Pharm Res,2018,36(2):30. [36] LEFEBVRE P, CARIOU B, LIEN F, et al. Role of bile acids and bile acid receptors in metabolic regulation[J]. Physiol Rev,2009,89(1):147-191. doi: 10.1152/physrev.00010.2008 [37] POREZ G, GROSS B, PRAWITT J, et al. The hepatic orosomucoid/α1-acid glycoprotein gene cluster is regulated by the nuclear bile acid receptor FXR[J]. Endocrinology,2013,154(10):3690-3701. doi: 10.1210/en.2013-1263 [38] CHANG C J, CHEN T T, LEI H Y, et al. Molecular cloning of a transcription factor, AGP/EBP, that belongs to members of the C/EBP family[J]. Mol Cell Biol,1990,10(12):6642-6653. [39] YANG T H, TSAI W H, LEE Y M, et al. Purification and characterization of nucleolin and its identification as a transcription repressor[J]. Mol Cell Biol,1994,14(9):6068-6074. [40] LEE Y M, TSAI W H, LAI M Y, et al. Induction of liver alpha-1 acid glycoprotein gene expression involves both positive and negative transcription factors[J]. Mol Cell Biol,1993,13(1):432-442. [41] SUN Y, QIN Z, WAN J J, et al. Estrogen weakens muscle endurance via estrogen receptor-p38 MAPK-mediated orosomucoid (ORM) suppression[J]. Exp Mol Med,2018,50(3):e463. doi: 10.1038/emm.2017.307 [42] LEE S H, CHOI J M, JUNG S Y, et al. The bile acid induced hepatokine orosomucoid suppresses adipocyte differentiati-on[J]. Biochem Biophys Res Commun,2021,534:864-870. doi: 10.1016/j.bbrc.2020.10.086 [43] SHI M J, MA X R, YANG Q, et al. miR-362-3p targets orosomucoid 1 to promote cell proliferation, restrain cell apoptosis and thereby mitigate hypoxia/reoxygenation-induced cardiomyocytes injury[J]. Cardiovasc Toxicol,2021,21(5):387-398. doi: 10.1007/s12012-020-09631-0 [44] LIN T H, SUGIYAMA Y, SAWADA Y, et al. Effect of surgery on serum alpha 1-acid glycoprotein concentration and serum protein binding of DL-propranolol in phenobarbital-treated and untreated rats[J]. Drug Metab Dispos,1987,15(1):138-140. [45] MOUTHIERS A, MEJDOUBI N, BAILLET A, et al. Retinoids increase alpha-1 acid glycoprotein expression at the transcriptional level through two distinct DR1 retinoic acid responsive elements[J]. Biochim Biophys Acta,2004,1678(2-3):135-144. doi: 10.1016/j.bbaexp.2004.03.005 [46] MEJDOUBI N, HENRIQUES C, BUI E, et al. NF-kappaB is involved in the induction of the rat hepatic alpha1-acid glycoprotein gene by phenobarbital[J]. Biochem Biophys Res Commun,1999,254(1):93-99. doi: 10.1006/bbrc.1998.9903 [47] GEMELLI C, MARTELLO A, MONTANARI M, et al. The Orosomucoid 1 protein is involved in the vitamin D - mediated macrophage de-activation process[J]. Exp Cell Res,2013,319(20):3201-3213. doi: 10.1016/j.yexcr.2013.08.017 [48] KOMORI T, KAI H, SHIMOISHI K, et al. Up-regulation by clarithromycin of alpha(1)-acid glycoprotein expression in liver and primary cultured hepatocytes[J]. Biochem Pharmacol,2001,62(10):1391-1397. doi: 10.1016/S0006-2952(01)00778-X [49] WAN J J, QIN Z, LEI H, et al. Erythromycin has therapeutic efficacy on muscle fatigue acting specifically on orosomucoid to increase muscle bioenergetics and physiological parameters of endurance[J]. Pharmacol Res,2020,161:105118. doi: 10.1016/j.phrs.2020.105118 [50] FANDIÑO-VAQUERO R, FERNÁNDEZ-TRASANCOS A, ÁLVAREZ E, et al. Orosomucoid secretion levels by epicardial adipose tissue as possible indicator of endothelial dysfunction in diabetes mellitus or inflammation in coronary artery disease[J]. Atherosclerosis,2014,235(2):281-288. doi: 10.1016/j.atherosclerosis.2014.05.921 [51] HUANG Z, XU A M. Adipose extracellular vesicles in intercellular and inter-organ crosstalk in metabolic health and diseases[J]. Front Immunol,2021,12:608680. doi: 10.3389/fimmu.2021.608680 [52] LEE Y S, CHOI J W, HWANG I, et al. Adipocytokine orosomucoid integrates inflammatory and metabolic signals to preserve energy homeostasis by resolving immoderate inflammation[J]. J Biol Chem,2010,285(29):22174-22185. doi: 10.1074/jbc.M109.085464 [53] SUN Y, YANG Y L, QIN Z, et al. The acute-phase protein orosomucoid regulates food intake and energy homeostasis via leptin receptor signaling pathway[J]. Diabetes,2016,65(6):1630-1641. doi: 10.2337/db15-1193 [54] RAMSAY T G, BLOMBERG L, CAPERNA T J. Α 1-acid glycoprotein inhibits lipogenesis in neonatal swine adipose tissue[J]. Animal,2016,10(5):812-820. doi: 10.1017/S1751731115002414 [55] WANG P Y, FENG J Y, ZHANG Z, et al. The adipokine orosomucoid alleviates adipose tissue fibrosis via the AMPK pathway[J]. Acta Pharmacol Sin,2021. doi: 10.1038/s41401-021-00666-9 [56] ATAKAN M M, KOŞAR Ş N, GÜZEL Y, et al. The role of exercise, diet, and cytokines in preventing obesity and improving adipose tissue[J]. Nutrients,2021,13(5):1459. doi: 10.3390/nu13051459 [57] CARLSON L A, TIGHE S W, KENEFICK R W, et al. Changes in transcriptional output of human peripheral blood mononuclear cells following resistance exercise[J]. Eur J Appl Physiol,2011,111(12):2919-2929. doi: 10.1007/s00421-011-1923-2 [58] TÉKUS É, VÁCZI M, HORVÁTH-SZALAI Z, et al. Plasma actin, gelsolin and orosomucoid levels after eccentric exercise[J]. J Hum Kinet,2017,56:99-108. doi: 10.1515/hukin-2017-0027 [59] RAMSAY T G, BLOMBERG L A, ELSASSER T H, et al. Α-1 acid glycoprotein inhibits insulin responses by glucose oxidation, protein synthesis and protein breakdown in mouse C2C12 myotubes[J]. Animal,2019,13(4):771-776. doi: 10.1017/S1751731118001787 [60] LEI H, SUN Y, LUO Z, et al. Fatigue-induced orosomucoid 1 Acts on C-C chemokine receptor type 5 to enhance muscle endurance[J]. Sci Rep,2016,6:18839. doi: 10.1038/srep18839 [61] HARDIE D G, ROSS F A, HAWLEY S A. AMPK: a nutrient and energy sensor that maintains energy homeostasis[J]. Nat Rev Mol Cell Biol,2012,13(4):251-262. [62] DAVAL M, FOUFELLE F, FERRÉ P. Functions of AMP-activated protein kinase in adipose tissue[J]. J Physiol,2006,574(Pt1):55-62. [63] EL-BEBLAWY N M, ANDRAWES N G, ISMAIL E A, et al. Serum and urinary orosomucoid in young patients with type 1 diabetes: a link between inflammation, microvascular complications, and subclinical atherosclerosis[J]. Clin Appl Thromb Hemost,2016,22(8):718-726. doi: 10.1177/1076029616637185 [64] CAO Y N, LI L, XU M, et al. The ChinaMAP analytics of deep whole genome sequences in 10, 588 individuals[J]. Cell Res,2020,30(9):717-731. doi: 10.1038/s41422-020-0322-9 [65] PETTERSSON-PABLO P, NILSSON T K, BREIMER L H, et al. Body fat percentage is more strongly associated with biomarkers of low-grade inflammation than traditional cardiometabolic risk factors in healthy young adults - the Lifestyle, Biomarkers, and Atherosclerosis study[J]. Scand J Clin Lab Invest,2019,79(3):182-187. doi: 10.1080/00365513.2019.1576219 [66] WIKLUND P K, PEKKALA S, AUTIO R, et al. Serum metabolic profiles in overweight and obese women with and without metabolic syndrome[J]. Diabetol Metab Syndr,2014,6(1):40. doi: 10.1186/1758-5996-6-40 [67] SUN Y, ZHANG Z X, LIU X. Orosomucoid (ORM) as a potential biomarker for the diagnosis of chronic fatigue syndrome (CFS)[J]. CNS Neurosci Ther,2016,22(3):251-252. doi: 10.1111/cns.12522 [68] CAN U, BUYUKINAN M, GUZELANT A, et al. Investigation of the inflammatory biomarkers of metabolic syndrome in adolescents[J]. J Pediatr Endocrinol Metab,2016,29(11):1277-1283. [69] PALMNÄS M S A, KOPCIUK K A, SHAYKHUTDINOV R A, et al. Serum metabolomics of activity energy expenditure and its relation to metabolic syndrome and obesity[J]. Sci Rep,2018,8(1):3308. doi: 10.1038/s41598-018-21585-6 -
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