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环肽主要源于植物、真菌，以及海洋天然产物和绝大多数生物有机体中[1]。环肽是具有特殊的生物活性和较强的药理活性的一类化合物[2-3]。而且大多数环肽结构比直链肽更加稳定，且脂溶性高、穿膜性强、体内半衰期长等优点[4-5]，从而使环肽在抗肿瘤、抗病毒、天然领域中起着重要的作用[6-9]。
Auyuittuqamide A是从极地海洋天然产物微孢子菌属（RKAG186）中分离得到的一种环肽化合物，它是由10个氨基酸残基组成。Russell等[10]从Sesquicillium microsporum中分离得到四个环十肽auyuittuqamide A-D。该类肽有一定的天然活性和对人体低毒性[11-12]。auyuittuqamide A经过核磁共振光谱法和串联质谱法证明了这类化合物的结构。用Marfey法[13]确定了氨基酸的绝对结构。然而，天然产物中分离提取的auyuittuqamide A的含量很低，很难推进构效关系和下一步的研究与应用。因此，采用固相合成法合成环十肽具有成本低、时间短、操作简单等优点[14-16]。
本文用2–氯三苯甲基氯（CTC）树脂为固相载体，通过HOBT/DIC为缩合体系，依次缩合氨基酸，完成全保护直链肽的合成。再以PyBOP/HOBT/DIPEA为缩合体系，在DCM溶液中液相环合[17-19]，随后利用TFA进行保护基的脱除，进而得到环十肽auyuittuqamide A（图1）。
图 1 Auyuittuqamide A的结构式
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Fmoc-L–亮氨酸（Fmoc-Leu-OH）、Fmoc–甘氨酸（Fmoc-Gly-OH）、Fmoc-L–缬氨酸（Fmoc-Val-OH）、Fmoc-O–叔丁基–L–丝氨酸（Fmoc-Ser(tBu)-OH）、Fmoc-L–异亮氨酸（Fmoc-Ile-OH）、N-（9–芴甲氧羰酰基）-N–甲基–L–苯丙氨酸（Fmoc-N-Me-L-Phe-OH）、Fmoc-N–甲基–L–缬氨酸（Fmoc-N-Me-L-Val-OH）、N-Fmoc-N–甲基–O–叔丁基–L–苏氨酸（Fmoc-N-Me-Thr(tBu)-OH）[希施生物科技（上海）有限公司]；2–氯三苯甲基氯（CTC）树脂(上海吉尔生化有限公司)；N,N–二异丙基乙胺（DIPEA）、六氟磷酸苯并三唑–1–基–氧基三吡咯烷基磷（PyBOP）、1–羟基苯并三氮唑（HOBT）、1,3–二异丙基碳二亚胺（DIC）、三氟乙醇（TFE）、三氟乙酸（TFA）购自北京百灵威科技有限公司；N,N–二甲基甲酰胺（DMF）、二氯甲烷（DCM）(国药集团化学试剂有限公司)；乙腈为色谱纯。
CHA-S气浴恒温振荡器（江苏金坛国胜实验仪器厂）；SK7200BT超声波清洗器（上海科导超声仪器有限公司）；LD5-2A低速离心机（北京京立离心机有限公司）；低温恒温反应浴（槽）、SHZ-D（Ⅲ）循环水式真空泵（上海东玺制冷仪器设备有限公司）；WSZ-50A轨道式振荡器（上海－恒科技有限公司）；Waters2695/E2695高效液相色谱仪（美国沃特世公司）；LC-1型反向制备液相色谱仪（北京创新恒通科技有限公司）；6538 UHD Accurate Mass Q-TOF LC/MS质谱仪（美国安捷伦公司）。
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按图2路线，固相合成天然环肽auyuittuqamide A。
图 2 Auyuittuqamide A的合成路线
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用称量纸称取2–氯三苯甲基氯（CTC）树脂1 g（载样量为0.45 mmol/g）于多肽固相合成反应管中，加入DCM（10 ml）和DMF（10 ml）溶胀树脂，20 min后抽干。用DMF和DCM冲洗5遍，加Fmoc-Gly-OH（600 mg，2 mmol）和DIPEA（666 μl）的DMF溶液入反应管中，反应管固定于CHA-S气浴恒温振荡器中常温震荡4 h。再用DCM和DMF各洗涤5遍，抽干之后再加入20%哌啶的DMF溶液（10 ml），重复2遍，每一遍10 min，从而脱去氨基酸上的Fmoc保护基，再依次使用DMF和DCM各洗涤5遍。之后将已经配置好的Fmoc–氨基酸–OH（2 mmol，5倍当量），HOBT（2 mmol，5倍当量），DIC（2 mmol，5倍当量）的DMF溶液加入到反应管中，反应管固定于CHA-S气浴恒温振荡器中常温震荡2 h，反应完成之后，再使用DMF和DCM冲洗5遍。重复上述步骤，依次偶联氨基酸Fmoc-N-Me-L-Val-OH、Fmoc-Val-OH、Fmoc-Ser(tBu)-OH、Fmoc-Ile-OH、Fmoc-Gly-OH、Fmoc-N-Me-L-Phe-OH、Fmoc-Val-OH、Fmoc-N-Me-Thr(tBu)-OH、Fmoc-Leu-OH。
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所有氨基酸完成偶联之后，获得直链肽–树脂复合物，使用无水乙醚将其挥干，加入TFE/DCM（1∶4，V/V）混合溶液10 ml，放置在轨道式振荡器，常温震荡4 h。过滤并收集滤液，滤液用旋转蒸发仪蒸干，获得直链肽粗品，粗品用制备型RP-HPLC进行纯化，再使用冻干机将其干燥，获得纯品直链肽。
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在0 ℃的条件下将直链肽溶于50 ml的DCM溶液缓慢滴加入HOBT（3 eq）、PyBOP（5 eq）、DIPEA（10 eq）溶于DCM 50 ml中，滴加完成之后，于常温搅拌反应过夜。反应结束后，使用旋转蒸发仪蒸干反应溶剂，获得目标粗品，再将粗品用制备型RP-HPLC纯化，再使用冻干机将其干燥，获得纯品环肽。
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先配置脱除侧链保护基溶液12 ml（TFA/DCM=1/3），将溶液加入到环肽冻干后的纯品中，固定于轨道式振荡器，常温震荡反应4 h。
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色谱条件：Ryoung C18色谱柱（20mm×250 mm，10 μm）；流动相A：水+0.1%TFA，流动相B：乙腈+0.1%TFA，梯度洗脱：(0～5 min， 40% B；5～60 min，40%～70% B)；流速：20ml/min; 紫外检测波长214 nm。
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本步是将直链肽从树脂上切割，得到油状物粗品360 mg，再将粗品进行纯化，得到纯品100 mg，收率为：[实际值100mg/（理论值1144×0.45 mmol）]×100%=19.42%，HPLC图谱如图3所示，HR-Q-TOF-MS质谱图中对应的[M+H]+峰1145.7444，[M+Na]+峰1167.7266显示的分子量与直链肽auyuittuqamide A相吻合。
图 3 Auyuittuqamide A全保护直链肽HPLC (A)和HR-Q-TOF-MS (B)谱图
本步是将直链肽纯品进行环合，得到油状物粗品，再将粗品进行纯化，得到纯品30 mg，此步收率为：[实际值30mg/（理论值1126×0.45 mmol）]×100%=5.92%，HPLC图谱如图4所示，HR-Q-TOF-MS质谱图中对应的[M+H]+峰1127.7346，[M+Na]+峰1149.7159显示的分子量与auyuittuqamide A直链肽环合后分子量相吻合。
图 4 直链肽环合后HPLC (A)和HR-Q-TOF-MS (B)谱图
本步是将环合后纯品脱除侧链保护基，得到油状物粗品，再用乙腈和水溶解，最后冻干得到纯品25 mg，收率为：[实际值25mg/（理论值1014×0.45mmol）]×100%=5.48%，HPLC图谱如图5所示，HR-Q-TOF-MS质谱图中对应的[M+H]+峰1015.6115，[M+Na]+峰1037.5937显示的分子量与环肽auyuittuqamide A分子量相吻合。
图 5 Auyuittuqamide A纯品的HPLC(A)和 HR-Q-TOF-MS(B)谱图
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本研究通过500MHz核磁共振氢谱对环肽进一步表征，确认与文献中auyuittuqamide A的核磁共振氢谱相符。1H-NMR (500MHz, d-DMSO) δ: 8.91 (d, J = 9.85 Hz, 1H), 8.70 (d, J = 9.5Hz, 1H), 8.55 (d, J = 6.95 Hz, 1H), 7.75 (t, J = 5.5 Hz, 1H), 7.47−7.43 (m, 3H), 7.27−7.17 (m, 5H), 5.01 (d, J = 9.75 Hz, 1H), 4.88 (m, 1H), 4.59−4.52 (m, 2H), 4.45 (t, J = 9.15 Hz, 1H), 4.39 (t, J = 8.8 Hz, 1H), 3.32 (dd, J = 4.3 Hz, 1H), 3.88−3.82 (m, 2H), 3.78 (t, J = 6.5 Hz, 2H), 3.74 (d, J = 4.45 Hz, 1H), 3.33−3.27 (m, 4H), 3.22 (s, 3H), 3.17−3.13 (m, 4H), 2.98−2.93 (m, 1H), 2.48−2.45 (m, 7H), 1.97 (m, 1H), 1.87−1.82 (m, 2H), 1.64−1.60 (m, 2H), 1.20−1.13 (m, 3H), 1.01 (d, J = 6.5 Hz, 3H), 0.86 (d, J = 5.75 Hz, 3H), 0.82−0.78 (m, 17H), 0.76−0.72 (m, 5H), 0.70 (d, J = 6.45 Hz, 3H)。
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本法采用先固相合成直链肽，再液相进行环合获得目标产物auyuittuqamide A。并且采用先环合，再脱除侧链保护基，从而有效地避免了侧链裸露的羟基对环合时的影响[20]。使用高效液相色谱进行纯化，得到纯品纯度大于95%，收率为5.48%的目标产物auyuittuqamide A。本研究首次完成了对auyuittuqamide A的全合成，本法优点：更为省时，方法简单，易于操作，且经济实用。缺点：产率还有待提高，方法需进一步优化。总的来说，本方法为该类环肽化合物的全合成提供了参考。
The total synthesis of natural cyclopeptide auyuittuqamide A
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摘要:
目的 用Fmoc固相直链合成和液相环合的方法合成天然环肽auyuittuqamide A。 方法 以2–氯三苯甲基氯（CTC）树脂为固相载体，1,3–二异丙基碳二亚胺（DIC）和1–羟基苯并三氮唑（HOBT）为缩合剂，9–芴基甲氧基羰基（Fmoc）保护的氨基酸，按照序列依次缩合，以三氟乙醇（TFE）作为切割试剂，获得全保护直链肽。以六氟磷酸苯并三唑–1–基–氧基三吡咯烷基磷（PyBOP）和1–羟基苯并三氮唑（HOBT）为环合试剂，全保护直链肽在二氯甲烷（DCM）溶液中环合，以三氟乙酸（TFA）为脱保护试剂，获得天然环肽auyuittuqamide A。用高效液相制备色谱进行纯化，采用HR-Q-TOF-MS, 500MHz 1H-NMR进行表征分析。 结果 获得纯度大于95%的天然环肽auyuittuqamide A，总收率5.48%。 结论 此法合成步骤简单，产率较高，首次建立天然环肽auyuittuqamide A的全合成方法，为auyuittuqamide A的进一步研究奠定基础。 -
关键词:
- auyuittuqamide A /
- 多肽固相合成 /
- 环肽
Abstract:Objective To synthesize the natural cyclopeptide auyuittuqamide A by Fmoc-based solid phase linear synthesis and liquid phase cyclization. Methods Using 2-chlorotriphenylmethyl chloride (CTC) resin as the solid support, 1,3-diisopropylcarbodiimide (DIC) and 1-hydroxybenzotriazole (HOBt) as the condensing agents, 9-fluorenylmethoxycarbonyl (Fmoc) to protect amino acids were assembled in sequence, and then the linear peptide bearing the protected groups was obtained in presence of trifluoroethanol (TFE) cutting reagent. The protected linear peptide was cyclized with the aid of benzotriazole hexafluorophosphate (PyBOP) and 1-hydroxybenzotriazole (HOBt) in dichloromethane (DCM) solution, followed by trifluoroacetic acid (TFA) deprotection to obtain the cyclic peptide, auyuittuqamide A that was purified by preparative HPLC and characterized by HR-MS and 500MHz 1H-NMR. Results The purity of auyuittuqamide A was more than 95% and the total yield was 5.48%. Conclusion This method has simple synthesis steps and high yield. It is the first to establish a fully synthesis method for the natural cyclic peptide auyuittuqamide A, which lays the foundation for further research of auyuittuqamide A. -
Key words:
- auyuittuqamide A /
- solid phase peptide synthesis /
- cyclopeptide
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超多孔水凝胶（SPF）是一种三维结构的亲水性高分子聚合网格，在水中能够溶胀但不溶解，且因其具有良好的生物相容及生物可降解性，被广泛应用于医学、药学等领域。与传统水凝胶相比，超多孔水凝胶通过致孔剂、模板等方法调整孔隙率，从而改变溶胀速率以及释药速率[1-3]。胰岛素等生物大分子类药物不仅体内稳定性差、易被酶解、生物半衰期短、不易透过生理屏障，故现有给药方式多以注射为主，患者依从性差[4]。有研究显示[5]，超多孔水凝胶承载胰岛素灌胃后可以显著降低大鼠血糖：给药2 h后血糖显著下降，4～6 h降至最低，但12 h即回至最初血糖的80%，说明该制剂起效快但持续时间短，血糖波动大，需频繁给药，患者依从性差。上述情况，结合胃肠道对胰岛素的灭活等原因，本实验拟合成具有缓释作用的聚（丙烯酸-丙烯酰胺）/O-羧甲基壳聚糖[P(AA-co-AM)/O-CMC]互穿网络聚合物超多孔水凝胶（SPH-IPN），以期通过皮下给药包载胰岛素的SPH-IPN后，实现长效、减小血糖波动的目的。
1. 材料与仪器
1.1 材料与试剂
丙烯酰胺（AM）、丙烯酸（AA）、N,N′-亚甲基-双丙烯酸胺（Bis）、过硫酸铵（APS）、N,N,N′,N′-四甲基乙二胺（TEMED）均购自上海阿拉丁生化科技股份有限公司；泊洛沙姆127（PF127，北京化工厂）；O-羧甲基壳聚糖（O-CMC，大连美仑生物技术有限公司）；戊二醛（GA，上海阿拉丁生化科技股份有限公司）；姜黄素（宝鸡国康生物科技有限公司）；牛胰岛素（上海源叶生物有限公司）；十二烷基硫酸钠（SDS）、乙二胺四乙酸二钠（EDTA）、碳酸氢钠、盐酸、乙醇、甲醇、乙酸乙酯、氢氧化钠均为分析纯，实验用水为去离子水。
1.2 仪器
85-2型恒温磁力搅拌器（上海司乐仪器有限公司）；恒温水浴锅（余姚市东方电工仪器厂）；透析袋（Viskase，美国）；Nicolet iS50傅里叶变换红外光谱仪（Thermo，美国）；AVANCE III 400核磁共振谱仪（Bruker，德国）；FE28型pH计（Mettler Toledo，美国）；Waters UPLC：二元溶剂管理系统、在线脱气机、自动进样器、PDA检测器（Waters公司，美国）；TTL-DC型多功能氮吹仪（北京同泰联科技发展有限公司）；SHA-B双功能恒温水浴振荡器（常州金坛良友仪器有限公司）。
1.3 实验动物
雄性SD大鼠，体重范围（220±20）g，合格证号：SCXK（京）2017-0002，购自北京斯贝福实验动物科技有限公司，饲养于北京中医药大学动物房。
2. 方法与结果
2.1 超多孔水凝胶（SPH-IPN）的制备[5]
依次向西林瓶中加入50% AM和AA溶液，以10 mol/L NaOH调节pH至5.0。随后再加入2.5% Bis溶液、10% PF 127溶液、20%APS溶液和50 μl 16.7% TEMED溶液，磁力搅拌混匀。室温放置15 min后，逐滴加入 6% O-CMC溶液，使溶液中O-CMC/单体比（w/w）为0.144，迅速加入NaHCO3粉末，搅拌约20 s使其产生气泡，将其置于40 ℃水浴加热5 min，室温固化30 min，即得半互穿网络水凝胶（semi-IPN）。将所得semi-IPN置于GA/O-CMC比（w/w）为2∶10的GA溶液（用0.2 mol/L的盐酸溶液调节pH至1.0）中至将其吸干，室温放置1 h，得粗P(AA-co-AM)/O-CMC超多孔水凝胶（SPH-IPN）。将SPH-IPN置于0.1 mol/L盐酸溶液中，透析5 d，无水乙醇中脱水透析2 d，30 ℃烘干至恒重，干燥密闭保存，即得纯化后的SPH-IPN。
2.2 SPH-IPN的结构表征
将样品充分干燥，KBr压片法制样，使用傅里叶变换红外光谱仪测定500～4 000 cm−1波数的SPH-IPN的IR谱。将样品置于氧化锆样品管（A=4 mm），转速5 000 Hz，固体碳谱测定。
2.3 SPH-IPN的溶胀性能测定
取干燥的SPH-IPN，室温下浸于过量水中（pH 7.0），于不同时间点用筛网取出SPH-IPN，吸去表面残余水后称重，根据以下公式计算SPH-IPN在不同时间点的溶胀比（QS）：
$$ {Q_{\rm{S}}} = \frac{{{W_{\rm{S}}} - {W_{\rm{d}}}}}{{{W_{\rm{d}}}}} $$ 其中，WS为溶胀后SPH-IPN质量（g）；Wd为干SPH-IPN质量（g）。
2.4 SPH-IPN孔隙率测定
采用乙醇替代法测定SPH-IPN的孔隙率[6]。取干燥的SPH-IPN，置无水乙醇中浸泡12 h，取出后吸去表面残余乙醇，称重，根据以下公式计算孔隙率：
$$ {\text{孔隙率}}=\frac{{M}_{2}-{M}_{1}}{\rho V}\times 100\;\text{%}$$ 其中，M1为干SPH-IPN质量（g）；M2为乙醇浸泡后的SPH-IPN质量（g）；ρ为乙醇密度（g/cm），V为SPH-IPN体积（cm3，以游标卡尺测量长方体SPH-IPN的长、宽、高后计算而得）。
2.5 载胰岛素SPH-IPN的制备及含量测定
2.5.1 载胰岛素SPH-IPN的制备
取胰岛素15 mg，精密称定，置10 ml量瓶中，加0.1 mol/L pH 7.4 PBS溶解并定容至刻度，得1.5 mg/ml的胰岛素溶液。称取50 mg SPH-IPN置装有10 ml胰岛素溶液的西林瓶中，37 ℃温浴放置2 h，取出，置烘箱内，30 ℃恒温干燥。
2.5.2 载药量的测定
取胰岛素SPH-IPN适量，研磨粉碎，取20 mg，精密称定，置10 ml量瓶中，加入0.1 mol/L pH 7.4 PBS，定容至刻度。37 ℃温浴2 h，超声10 min，精密量取上清液20 μl注入HPLC仪，记录色谱图，计算胰岛素含量，并根据以下公式计算载药量：
$$ {\text{载药量}}(\%)=\frac{cV}{M}\times 100$$ 其中，c为测得胰岛素的浓度（mg/ml），V为量瓶体积（ml），M为SPH-IPN的质量（mg）。
2.6 载胰岛素SPH-IPN降血糖实验
2.6.1 不同方法载药SPH-IPN的制备
按“2.5.1”项下方法制备载胰岛素SPH-IPN，采用冷冻干燥法将其冻干即得含胰岛素的冻干SPH-IPN。称取空白凝胶200 mg置于1.5 mg/ml的胰岛素溶液37 ℃中溶胀2 h，备用，即得含胰岛素的预溶胀SPH-IPN。
2.6.2 糖尿病大鼠模型的建立
给大鼠喂食高脂饲料（88.8%基础饲料、1%胆固醇、10%猪油和 0.2%胆盐[7]）喂养4周，动物自由进食和饮水，每周记录体重。于喂养的第28天晚禁食，在第29天一次性腹腔注射链脲佐菌素（STZ）35 mg/kg，将一次性注射STZ 3 d后大鼠空腹血糖≥11.1 mmol/L或随机血糖≥16.7 mmol/L作为成模标准[8]。对照组大鼠则腹腔注射无菌生理盐水（0.3 ml/100 g）。注意测血糖前应禁食12 h，空腹测血糖。造模期间要防止感染，注意消毒。未造模成功的大鼠再次注射STZ35 mg/kg，3 d后测血糖验证是否造模成功。
2.6.3 分组、给药及血糖测定
取糖尿病大鼠12只，按随机数字表分为2组，即模型1组和模型2组；取正常大鼠12只，按随机数字表分为2组，即正常1组和正常2组。模型组1组和正常1组皮下埋植含胰岛素的预溶胀SPH-IPN，模型2组和正常2组皮下埋植含胰岛素的冻干SPH-IPN。给药后分别于1、2、4、6、8、10、12、24、28、32、36、48、60、72 h不同时间间隔大鼠尾部取血0.02 ml，用血糖仪测定血糖值，考察不同时间血糖值的变化情况。
3. 实验结果
3.1 IPN结构表征
3.1.1 傅立叶变换红外光谱（FTIR）
图1为SPH-IPN的FTIR图。在1 651 cm−1处有-COOH的伸缩振动峰，且1 615 cm−1附近无AA和AM的C=C双键吸收峰，说明已聚合成P(AA-co-AM)，SPH-IPN中存在P（AA-co-AM），图中3 335和2 922 cm-1处分别为-O-H和-C-H的伸缩振动峰；1 604和1 416 cm−1处分别为羧酸盐-COO-的反对称伸缩振动峰和对称伸缩振动峰；1 086、1 044和1 171 cm−1处分别为O-CMC中糖环羟基-CH-OH、一级羟基-CH2-OH和醚基C-O-C中的C-O伸缩振动峰。以上结果表明SPH-IPN中存在P(AA-co-AM)，还存在的一些杂峰可能是还有一些未反应单体未被除尽。
3.1.2 核磁共振（13C-NMR）
图2为SPH-IPN的13C-NMR图。图中41.926×10−6为P(AA-co-AM)上主链碳原子的化学位移峰；179.499处为羧基碳原子的化学位移峰，说明结构中含有羧基官能团，AA与AM已聚合形成P(AA-co-AM)。
由于制得的水凝胶未找到合适的溶液将其溶解，因此在测定核磁共振图谱时，采用的是固体核磁技术[9]。
综合红外和碳谱结果可知，通过该方法可聚合形成P(AA-co-AM)结构，而该结构又是超多孔水凝胶SPH-IPN的主要结构，由此可说明已成功聚合SPH-IPN。
3.2 SPH-IPN的溶胀性能
图3为不同温度介质中SPH-IPN的溶胀曲线，可见随着温度升高，SPH-IPN的溶胀速率加快，平衡溶胀比增大，原因是温度较高时相互缠绕的聚合物链松开，破坏分子间的氢键，增加链运动，水分子在凝胶骨架内外的扩散速率加快，从而促进了聚合物的溶胀[10]。
3.3 SPH-IPN孔隙率的测定
表1为SPH-IPN孔隙率测定结果，所制SPH-IPN超多孔水凝胶空隙分布均匀。除此之外，与传统水凝胶相比[11]，孔隙率高，更利于药物的释放。
表 1 SPH-IPN的孔隙率测定结果干重M1
(m/g)湿重M2
(m/g)乙醇密度
(g/cm3)体积
(V/cm3)孔隙率
(%)平均值
(%)RSD
(%)0.5425 0.6327 0.816 0.13 85.03 81.63 3.88 0.5751 0.6779 0.816 0.16 78.74 0.5628 0.6621 0.816 0.15 81.13 3.4 SPH-IPN载胰岛素含量测定结果
37 ℃时SPH-IPN溶胀比较大，温度过高易引起胰岛素变性，故选择37 ℃温度载药，胰岛素的载药量试验结果见表2。
表 2 SPH-IPN对胰岛素的载药量试验组 载药量(w/w,%) 平均值(w/w,%) RSD（%） 1 3.13 3.19 1.88 2 3.25 3 3.20 3.5 载胰岛素凝胶降血糖实验
图4是含胰岛素的预溶胀SPH-IPN和冻干SPH-IPN对糖尿病大鼠和正常大鼠降糖作用的比较。图中预溶胀模型组在10 h时血糖值才有所降低，最低值为10 h的16.8 mmol/L，之后血糖又开始慢慢升高；预溶胀正常大鼠组在给药4 h后血糖开始降低，到24 h时血糖达到7.3 mmol/L，之后维持平稳状态；冻干模型组在包埋1 h后血糖便开始下降，血糖值降到6.7 mmol/L，在24 h后血糖开始慢慢升高，冻干正常大鼠组在1 h后血糖降至5.3 mmol/L，之后虽有起伏，但也一直在正常范围内。说明冻干凝胶的降糖作用较预溶胀组好，冻干凝胶在1～24 h时间段内的降糖作用较平稳。
4. 讨论
4.1 SPH-IPN的制备
本实验选用了能够迅速聚合的水溶性原料AA、AM为聚合反应单体；以APS/TEMED为引发体系；PF127为泡沫稳定剂，使产生的泡沫稳定时间更长；NaHCO3为起泡剂；O-CMC在合成过程中作为增稠剂，维持合适的起泡速率，使产生的气泡均匀、稳定，不致产生的气泡过快逸散[12]。采用溶液聚合法制备了含semi-IPN的水凝胶。因为该聚合反应在反应过程中会产生大量热量，这对泡沫的稳定极为有利，因此在常温条件下便能进行聚合反应，条件温和。以pH 1.0的GA溶液交联O-CMC时，可避免过度溶胀对孔隙结构的破坏，且pH 1.0时GA的交联能力较好。除此之外，相较于参考文献[5]，本实验中O-CMC/单体比较高，当O-CMC/单体比为0.144时，虽然可形成具有大量相互贯通孔隙的聚合物，但会导致其溶胀速率减慢，溶胀比降低，从而影响载药量和释药速率。随着溶胀速率减慢，药物溶出速率也相应减慢；随着溶胀比的降低，吸收的药物溶液减少，载药量随之降低。本实验提高O-CMC/单体的目的是希望通过减慢SPH-IPN的溶胀速率，从而尝试制备缓释制剂。
4.2 水凝胶的载药方法
水凝胶的载药方法通常有2种：一是将药物与单体溶液混合，随着单体聚合、交联将药物包埋于水凝胶中[13]；另一种方法为吸附载药，即凝胶在被载药液中溶胀，将载药水凝胶干燥，实现药物包埋[14]。姜黄素属于脂溶性药物，课题组前期研究结果表明，0.5%的SDS对姜黄素有一定的增溶效果；0.1 mol/L pH 7.4 PBS中SPH-IPN的溶胀比较大，对胰岛素具有一定的增溶作用，故分别选用这两种溶剂配制胰岛素溶液。
4.3 超多孔水凝胶的释药性能
文献[5]表明，超多孔水凝胶载药后的释药性能与O-CMC的含量、pH、离子强度、温度等多个因素有关，同时也有可能与载药SPH-IPN的制备过程有关。
笔者曾用SPH-IPN包载姜黄素，并开展探索性实验。结果发现20、40、60目不同粒径的凝胶累积释放率不同，前13 h三者的累积释放率均几乎一样（接近0），13 h后累积释放率逐渐增加，以40目凝胶的效果最佳，48 h后达到6.00%，明显高于其他组，但其释放速度慢，见图5。灌胃给予载姜黄素SPH-IPN后，部分大鼠排泄物中可见载姜黄素SPH-IPN，说明SPH-IPN在体内溶胀速率很慢；而载姜黄素SPH-IPN组和姜黄素原药组，灌胃后大鼠眼眶血中均未检出姜黄素，也进一步体现SPH-IPN未促进姜黄素的吸收。
将载胰岛素SPH-IPN予灌胃给药溶胀很慢，降糖效果极不明显，为延长SPH-IPN溶胀时间，最终考虑将其进行皮下包埋给药。
载胰岛素SPH-IPN皮下包埋给药发现，载胰岛素冻干SPH-IPN组的降糖效果优于载胰岛素溶胀SPH-IPN组，表明载药SPH-IPN的释放性能除与溶胀比有关外，其制备过程也会一定程度影响被载药物的疗效，与文献[5]报道一致。实验中将冻干组和溶胀组均进行包埋，均可延长溶胀时间，但冻干SPH-IPN组的降糖效果优，皮下包埋2 h后表现出明显的降糖作用，相比溶胀组而言，起效时间快（8 h左右）且持续时间长，24 h之内均具有良好的降糖作用。提示我们在制备载药SPH-IPN的过程中应该时刻关注被载药物的活性及稳定性，应在适当的条件下对药物进行包载以提高药物疗效，同时也说明载胰岛素冻干SPH-IPN可作为控释制剂，实现调节大鼠血糖的目的。结合实验结果分析可知，SPH-IPN能够增强药物的稳定性，提高生物利用度，比较适合作为蛋白质药物给药载体。
4.4 SPH-IPN载胰岛素的微针给药展望
文献研究发现，胰岛素经皮给药具有不错的疗效，与皮下给药效果几无差异，且依从性好，成为最新、有效、方便的给药方式。Norduist等[15]将微针贴剂用于胰岛素给药，结果发现，血浆胰岛素浓度变化与传统的皮下注射并无太大差异，但微针贴剂能极大地提高实验大鼠的依从性。无痛中空微针皮内胰岛素给药系统已获得 FDA批准，进入II期临床，相关产品有以色列纳米通道技术公司采用MEMS技术开发的中空微针器具，其中包括用于无痛释放胰岛素薄片与胰岛素微型泵相结合。Liu等[16]将可溶性材料透明质酸制备成负载胰岛素的微针阵列。在体实验发现，负载胰岛素的微针能够在1 h内完全溶解，携带的胰岛素快速释放入体内。
与上述研究及应用相比，本实验的载胰岛素SPH-IPN，释放药物无需微型泵，皮下包埋给药可以24 h内保持平稳、正常的血糖浓度，适合作为一日一次给药的控释制剂。为了提高患者的依从性，进一步研究将载胰岛素SPH-IPN制备为微针阵列的形式，以期得到一种方便、快捷、安全的胰岛素缓释递药系统。
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图 3 Auyuittuqamide A全保护直链肽HPLC (A)和HR-Q-TOF-MS (B)谱图
[M+H]+ : 1145.7444; [M+Na]+ : 1167.7266
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