下载:
-
核糖体蛋白（RP）是指构成核糖体的蛋白质，其与rRNA或核糖体亚基紧密连接，需高浓度盐和强解离剂（如3 mol/L LiCl或4 mol/L 尿素）才能将其分离。目前，已发现的RP有80多种，根据大小亚基的不同，RP可分为核糖体大亚基蛋白（RPL）和核糖体小亚基蛋白（RPS）[1]。RP主要有两种作用，一是参与核糖体的组装和蛋白质的生物合成，二是具有独立于核糖体的功能，称为核糖体外功能[2]。
-
RP是核糖体的重要组成部分，在核糖体生物合成和蛋白质翻译中起关键作用。根据蛋白质的结构特点，RP可分为α-蛋白质、β-蛋白质、α/β-蛋白质和α+β-蛋白质[3]。RP与rRNAs的几个结构域相互作用，形成域间连接，有助于维持核糖体组装的结构完整性[3]。
所有RP mRNA都具有5’末端寡嘧啶（TOP）片段，因此，调控TOP mRNA的翻译，可影响RP的表达[4]。研究发现，La蛋白能与TOP mRNA物理结合；microRNA、miR-10a等表观遗传因子能与5’非翻译区结合来促进翻译[4]。除此之外，许多RP还会经历包括磷酸化、泛素化、甲基化、乙酰化和SUMO化等翻译后修饰[5]，这些翻译后修饰可能受环境因素的影响，也可能是基础性的，它们会赋予RP核糖体外功能。
-
RP除了参与核糖体的组装之外，还具有许多核糖体外功能，如调控基因表达、细胞增殖、分化、凋亡、DNA修复和其他多种细胞过程。
-
据报道，RP能调控特定基因的表达，如与病毒蛋白反应，阻碍病毒的转录或翻译过程[6]。除此之外，RP也能通过反馈机制，调节其自身基因的表达。有研究证明，RPL10a可直接与保守的特定元件结合，在负反馈过程中调节其自身pre mRNA的选择性剪接[7]。除此之外，RPS3、RPL11、RPL7等也具有调控基因表达的作用。
-
RP可影响细胞周期进程。细胞周期分为间期和有丝分裂期两个阶段，其中间期又分为DNA合成前期（G1期）、DNA合成期（S期）与DNA合成后期（G2期）。据报道，RPS3、RPL7、RPL15、RPS9等与细胞周期紊乱密不可分。RPS3在细胞周期的G2/M期能够与α-微管蛋白相互作用，其异常会破坏α-微管蛋白动力学，如RPS3低表达会出现有丝分裂中纺锤体形成异常、子细胞无法完全分离和脱落的现象[8]，从而影响细胞周期进程。
-
细胞凋亡是细胞抵抗内在和外在压力造成不可修复损伤的主要防御机制之一。RPS29、RPL35a、RPS3等能够调控细胞凋亡。未磷酸化的RPS6可通过肿瘤坏死因子相关凋亡诱导配体（TNF-related apoptosis-inducing ligand，TRAIL），诱导细胞凋亡[9]。在调节细胞凋亡时，有些RP具有促凋亡的作用，而有一些RP是细胞凋亡的负调节剂。在高危骨髓增生异常综合征患者中，RPL23的表达与CD34+骨髓细胞凋亡呈负相关，其低表达能诱导细胞凋亡，引起G1/S细胞周期阻滞，抑制SKM-1/K562细胞活力[10]。
-
DNA的任何损伤都会破坏基因组的完整性，这对细胞来说是致命的，因此，DNA损伤修复过程至关重要。据报道，RP如RPS3、RPL3、RPL6、RPS27等可作为DNA损伤调节因子，参与DNA损伤修复过程。RPS3位于氧化性DNA损伤位点，能够与BER、APEX1和8-氧鸟嘌呤DNA糖基化酶（8-oxoguanine DNA glycosylase-1，OGG1）相互作用，增加OGG1糖基化酶的活性，有助于DNA的损伤修复[11]。
-
细胞增殖是生物体的重要生命特征，RP对细胞增殖的调节作用与癌症发生和进展联系密切。体外研究发现，RPL34是肿瘤细胞增殖所必需的，其能够促进胶质母细胞瘤细胞的存活，加重肿瘤恶性程度[12]。此外，RPL22的低表达能够激活MDM2-p53信号传导，促进MKN-45细胞的增殖[13]。许多研究证明，RPL23、RPS5、RPS15a等也可影响细胞增殖过程。
-
RP在调节细胞迁移和侵袭中发挥着不可或缺的作用。研究表明，RPLP1在肝细胞癌组织中高表达，其下调能显著抑制人肝癌细胞Hep3b细胞的迁移和侵袭[14]。此外，下调RPL34可明显降低胶质瘤细胞中p-JAK和p-STAT3的水平，其低表达可能是通过诱导JAK/STAT3信号通路的失活，抑制胶质瘤细胞的增殖和迁移[15]。据报道，RPS27、RPL23、RPS6等RP也可介导细胞的迁移与侵袭。
-
据报道，RP的失调与细胞恶性转化有关。在人类急性T淋巴细胞白血病中，RPL22单等位基因的缺失诱导T系祖细胞转化，最终加速胸腺淋巴瘤的发展。除此之外，RPLP1、RPL36a、RPL34也可诱导细胞转化，使疾病进一步恶化[16]。
-
血管生成，是从预先存在的脉管系统中形成新血管，与疾病的进展密切相关。许多RP如RPS19、RPL29、RPS6、RPS15a等能够通过调控血管生成来影响疾病的发展。研究表明，RPS15a可通过增强Wnt/β-catenin诱导的FGF18表达，促进肝细胞肝癌中的血管生成。[17]体外研究发现，诱导Huh7细胞过表达RPS15a，其能够以旁分泌方式，增加HUVEC的血管生成潜力。体内实验证明，抑制肝细胞肝癌异种移植瘤中RPS15a的表达，能够抑制肿瘤血管生成，进而阻碍肿瘤生长。
-
由于RP在蛋白质合成中起着至关重要的作用，而蛋白质是组织的基本构成要素，因此，编码RP的基因异常会影响器官形成、红细胞生成和其他多种生理功能，引起不同器官或系统疾病。
-
RP是形成组织或器官所必需的，因此，其能够影响特定组织的发育过程。据报道，RPL23和RPL6是胰腺正常发育所必需的，其突变会导致严重的发育缺陷，引起胚胎致死[18]。此外，果蝇基因组编码的RPS5旁系同源物RPS5b的缺失会导致雌性不育，从而引起卵室发育停滞、卵黄生成中断和后卵泡细胞增生[19]。在斑马鱼实验中，研究发现大量敲除RP如RPS19、RPS24、RPL22、RPL11同样会导致发育异常[20-23]。
-
一些RP与心血管和代谢疾病的发生和发展有关。蛋白质相互作用网络发现，RPL9和RPL26可能是急性心肌梗死（AMI）的关键蛋白。RT-PCR检测发现，相较于对照组，AMI组外周血中RPL9和RPL26的表达水平均降低，这与生物信息学分析一致[24]。S4Y1在人脐静脉内皮细胞中的过表达能够诱导细胞凋亡，产生炎症反应并抑制细胞迁移和血管形成，导致高糖诱导的功能障碍[25]，因此，S4Y1可能是治疗糖尿病并发症的潜在治疗靶点。除此之外，与心血管和代谢疾病密切相关的RP还有多种，如RPL17、RPL23、RPS6、RPS19、RPS24、RPL23a等。
-
由RP或与Pol I转录和rRNA加工相关的基因突变，导致核糖体生物合成或功能缺陷，引发的疾病，称为核糖体病。核糖体病是一组罕见的遗传性疾病，包括先天性纯红细胞再生障碍性贫血（Diamond-Blackfan Anemia，DBA）、散发型先天性无脾（isolated congenital asple- nia，ICA）和骨髓增生异常综合征的亚型5q综合征等。
编码RP的基因的突变，影响核糖体的组装和rRNA的加工，从而引发核糖体病。在ICA和5q综合征中，RP基因突变会使得pre 40S核糖体亚基组装和18S rRNA加工受到影响，如RPS14的单倍体不足是导致5q综合征的关键因素，其下调使30S pre-rRNA种类增多，降低18S/18SE rRNA水平，增加30S/18SE比率，影响18S pre-rRNA加工[26]，RPSA的外显子突变能够影响蛋白质翻译，进而导致ICA等[27]；RPS19编码基因的突变是DBA中最先发现的，也是最常见的突变，而RPL5、RPS26和RPL11等编码基因的突变，同样与DBA密切相关[2]，在DAB中，RP基因突变会影响pre 40S和pre 60S核糖体亚基组装，以及破坏pre rRNA加工。
-
鼠双微蛋白2（mouse double minute 2，MDM2）/p53信号通路在细胞生长、增殖以及凋亡过程中发挥关键作用，RP可通过作用于该信号通路影响癌症的发生与发展。MDM2是导致p53降解的泛素连接酶，可与包括RPL15、RPS27a、RPS7、RPL11等特异性结合。P53在细胞生长和分裂过程中维持基因组稳定至关重要，在大多数人类癌症中，存在p53突变或活性丧失。研究发现，RPL15的低表达能够抑制MDM2的泛素化，使p53激活，从而导致p53依赖性细胞的增殖、集落形成、迁移和侵袭[28]，最终抑制癌细胞的生长。因此，RP可通过调控MDM2/p53通路，进而影响癌细胞的生长。此外，RPS27a的低表达能够削弱RPS27a和RPL11之间的相互作用，并以RPL11依赖性方式稳定p53，抑制细胞活力，从而导致细胞周期停滞和细胞凋亡[29]。除了激活p53通路外，一些RP还可以通过调节癌基因c-Myc或与其他信号通路如mTOR、NF-κB、wnt/β-catenin和let-7a等相互作用影响癌症的发生和发展[30]。
除上所述，新生血管可以有效地促进营养和氧气的供应，并处理肿瘤代谢废物，对癌细胞的生存同样至关重要。RPL17是一种血管平滑肌细胞（VSMC）生长抑制剂，能够抑制VSMC细胞周期进程和生长，可能在抑制血管生成中发挥作用[31]，具有潜在的抗肿瘤作用，但其机制仍有待阐明。
-
RP参与细胞生长、增殖和代谢，可作为人类疾病诊断和预后潜在的生物标志物和治疗靶点。
-
目前，许多癌症中均存在RP差异表达的现象[32]。据报道，RPL23a、RPS2、RPL39等多种RP在肝细胞肝癌中表达上调。此外，目前已发现RPS8、RPS9、RPS27a和RPL23这四种RP基因在鼻咽癌细胞系中表达下调。不仅如此，RP在肺癌中也起着关键作用，如RPL9在不同类型的肺癌组织中过表达，尤其在小细胞肺癌中表达最高。除此之外，在其他癌症中包括结直肠癌、前列腺癌、乳腺癌等也发现RP的异常表达。因此，RP可作为癌症的生物标志物。
-
许多DBA患者表现出RPS19缺陷，研究发现，EFS-RPS19可用于RPS19缺陷型DBA患者的临床基因治疗[33]。此外，临床上治疗DBA的药物，如达那唑，能够抑制垂体促性腺激素，对DBA患者的血红蛋白水平有积极作用，可用于治疗DBA。除了达那唑，L-亮氨酸、Sotatercept、TFP和EPAG也已经在进行临床试验中[34]。对于5q综合征患者，目前主要使用来那度胺，其能够通过增加MDM2 Ser166/186的磷酸化，使p53降解增加，从而达到治疗的目的[35]。然而，长期p53失活可能增加各种癌症的患病风险，因此，迫切需要寻找其替代方案。
-
据报道，核糖体蛋白与缺血性脑卒中的发病率密切相关，RPS3、RPS15可能是调控急性缺血性脑卒中的关键调节蛋白[36]。研究发现，RPS3能够通过与E2F1转录因子相互作用，诱导促凋亡蛋白BH3-only、Bim和D p5/HRK的表达，导致神经元凋亡。此外，研究还发现，RP与帕金森病的发展联系密切。LRRK2中的G2019S突变会导致翻译缺陷，而磷酸化的RPS15能够与LRRK2结合，增强神经元5'UTR的mRNA的翻译，缓解哺乳动物大脑中的钙失调[37]。
-
RPS19能够通过降低MIF活性，激活ERK和NF-κB信号通路，抑制肾小球新月体形成、肾小球坏死和进行性肾功能障碍，从而阻断肾小球基底膜和肾小球肾炎的发展[38]。此外，RPS19也能够通过下调TNF-α和MCP-1的表达，减少F4/80+巨噬细胞、中性粒细胞和CD3+T细胞在肾脏中的浸润，抑制MIF/CD74/NF-κB介导的肾脏炎症，从而减轻顺铂诱导的急性肾损伤[39]。
-
pol I调控rDNA转录生成rRNA，是核糖体生物合成的限速步骤，在癌症的进展中起着核心作用。pol I活性异常增加，会破坏核仁的核糖体外功能，使核糖体合成不受控制，导致细胞恶性增殖。因此，pol I是选择性抑制癌细胞生长的极佳靶标。目前已研究出几种Pol I 转录抑制剂用于癌症治疗，包括ML-246、CX-3543、CX-5461、BMH-21。CX-5461是第一个完成I期临床试验的pol I抑制剂，其主要通过与起始前复合蛋白SL1竞争rDNA启动子来抑制Pol I转录。BMH-21是最新发现的pol I抑制剂，其通过结合rDNA，抑制转录起始和延伸[40]。
如前所述，调控RP表达可影响癌细胞的生长。MiR-449a受到PEG10的负调控，并靶向下调RPS2，进而抑制神经母细胞瘤细胞增殖、迁移和侵袭，减缓癌症的发展[41]。除此之外，靶向调控其他RP如RPS9、RPL23、RPL15a等也可用于癌症的治疗。
-
RP能够调节MDM2-p53通路，参与癌症的发生和发展。最新研究发现，WDR74在黑色素瘤进展和转移中起重要作用，其低表达能够上调RPL5蛋白水平，下调MDM2，使p53免受MDM2诱导的泛素化降解[42]。此外，与MDM2结合的其他RP如RPL15、RPS27a、RPS7等，也能够调节RP-MDM2-p53通路，用于癌症的治疗。
-
线粒体核糖体是一类独特的核糖体，位于线粒体的基质，在调节细胞呼吸中起关键作用。线粒体核糖体蛋白（mitochondrial ribosomal protein，MRP）是构成线粒体核糖体的重要组成部分。线粒体55S核糖体由39S和28S两个亚基组成。39S亚基由16S线粒体rRNA（mitochondrial ribosomal-rRNAs，mt-rRNAs）和50个MRP组成，28S亚基由12S mt-rRNAs和29个MRP组成[43]。
与胞质RP类似，MRP也具有核糖体外功能，包括细胞增殖、凋亡、迁移和自噬等细胞过程。据报道，MRPS23的低表达能够抑制乳腺癌细胞的增殖，在乳腺癌异种移植大鼠模型中，靶向MRPS23的shRNA能够阻断肿瘤血管生成，抑制肿瘤增殖和转移[44]；MRPL42的低表达能够引起细胞周期阻滞，激活caspase3/7活性，诱导细胞凋亡[45]；MRPL35的低表达能够增加ROS积累，并作用于线粒体，破坏线粒体膜电位，从而诱导细胞凋亡和自噬[46]；在胶质瘤中，MRPS16的过表达能够通过激活PI3K/Akt/Snail信号通路，促进细胞的迁移和侵袭等[47]。
许多研究报道，MRP与各种疾病的发生和发展相关，可用作多种疾病发展诊断的标志物。研究发现，MRPL39能够通过靶向胃癌中的miR-130发挥抑癌作用，可作为胃癌诊断和预后的生物标志物[48]；MRPS2、MRPL23、MRPS12、MRPL12和MRPS34可能是异硫氰酸苄酯治疗胶质母细胞瘤潜在的生物标志物[49]；最新研究发现MRPL3是急性高山病相关的枢纽基因之一，未来可作为生物标志物和治疗靶点进行疾病诊断和治疗[50]。然而，目前MRP与各类疾病进展的确切机制研究尚不够深入，因此需进一步进行探索和确证。
-
RP是构成核糖体的重要成分，除了参与核糖体的组装之外，还具有核糖体外功能。RP能够调控基因表达、细胞周期、增殖、凋亡、迁移、侵袭、转化以及血管生成，进而影响疾病的进展。RP的生物合成及核糖体外功能的执行是极其复杂的过程，随着人们对RP与疾病的深入研究，现已揭示RP在许多疾病中的作用，并成为潜在的治疗靶标，因此，深入研究RP在疾病发生和发展中的作用机制，靶向RP调控其核糖体外功能，有望改善疾病的预后。目前，临床上已有药物通过调控RP的表达控制疾病的进展，但存在副作用较大、无法根治等问题，因此，减少药物的副作用，提高药物的疗效，是未来开发临床药物的目标。
Research progress on ribosomal proteins and their functions in diseases
-
摘要: 核糖体蛋白（RP）是核糖体的重要组成部分，在核糖体生物合成和蛋白质翻译中起关键作用。除此之外，核糖体蛋白还具有许多核糖体外功能，如调控基因表达、细胞增殖、分化、凋亡、DNA修复和其他多种细胞过程。RP的功能紊乱与包括血液、代谢、心血管疾病以及肿瘤在内的多种疾病的发生、发展密切相关，是多种疾病潜在的治疗靶点。本文将对RP的研究进展，包括RP的基本功能、核糖体外特性以及与人类疾病的联系进行综述，并探讨其作为生物标记物及在疾病治疗中的潜力。Abstract: Ribosomal proteins (RP) are important components of ribosomes and play key roles in ribosome biogenesis and protein translation. In addition, ribosomal proteins also possess many extra-ribosomal functions, such as regulation of gene expression, cell proliferation, differentiation, apoptosis, DNA repair, and many other cellular processes. The dysfunction of RP is closely related to the occurrence and development of various diseases including blood, metabolism, cardiovascular diseases and tumors, and RP might become potential therapeutic targets for a variety of diseases. The research progress on RP, including the basic functions of RP, extra-ribosomal properties, and the connections with human diseases were reviewed and their potential as biomarkers and therapeutic targets in diseases were discussed in this paper.
-
Key words:
- ribosomal protein /
- disease /
- extra-ribosomal function
-
溃疡性结肠炎（ulceractive colitis, UC）属于炎症性肠病的一种，有着较高的发病率，其特征为损伤性炎症，近年来有关其病因及发病机制的研究受到广泛关注，但至今仍不明确[1]。对于溃疡性结肠炎的治疗目前多采用手术、抗感染、糖皮质激素及免疫抑制剂等治疗，但上述治疗手段均为对症治疗，且药物长期使用的不良反应很容易造成疾病复发[2]。因此，探究溃疡性结肠炎的发病机制，将为今后治疗药物的研发提供理论基础。
Metrnl（Meteorin-like）是近年来新发现的神经营养因子，也叫Cometin, Subfatin或是IL-39[3-4]。 Jorgensen等[4]在2012年将Metrnl描述为类似于Meteorin（Metrn）的神经营养因子。Metrnl基因开放阅读框包含4个外显子，由936个碱基对编码311个氨基酸。Metrnl蛋白包含45个N端信号肽序列，切除信号肽后的266个氨基酸构成分子量约为30 000的成熟蛋白分子，整个蛋白分子没有穿膜区域，是一种分泌蛋白。到目前为止，关于Metrnl功能的研究较少，我们前期针对该蛋白相关研究确认Metrnl为一种新的细胞因子，阐明了Metrnl通过PPARγ信号通路介导胰岛素的增敏作用的重要机制[5]。 Jorgensen等[4]报道了Metrnl在神经突触生长和成神经细胞迁移中的神经营养活性。Watanabe等[6]报道，Metrnl是潜伏过程（Latent process，LP）基因，可用于细胞分化和神经突触延伸。脂肪组织Metrnl能促进脂肪细胞分化、改善代谢、抑制炎症从而调节脂肪功能，对抗肥胖引起的胰岛素抵抗[7]。通过检测Metrnl在各种组织中的表达，我们发现Metrnl在人和小鼠胃肠组织中，特别是在肠上皮细胞中都高度表达，并发现肠上皮Metrnl敲除后可以通过抑制肠上皮细胞的自噬而加重溃疡性结肠炎，提示 Metrnl是溃疡性结肠炎的治疗靶点[8]。
肠道微环境形成了良好的微生物群栖息地，肠道微生物群被认为是人体的重要器官，越来越多的研究将这种微生物环境与胃肠道疾病联系起来。肠道菌群在溃疡性结肠炎中起着重要作用，如在无菌状态下，无法制备出某些小鼠结肠炎模型（如IL-10缺陷型小鼠等）[9-10]。也有研究报道，在治疗溃疡性结肠炎患者时，联合使用抗生素也显示出了较好疗效[11]。此外，与健康人群相比，溃疡性结肠炎患者的肠道菌群组成也发生了显著变化[12]。但由于人类肠道菌群的复杂性和多样性，目前尚未清楚某些特定菌属与溃疡性结肠炎发病机制的关系。
因此，本研究聚焦溃疡性结肠炎，从肠道微生态角度出发，探究肠上皮Metrnl对于溃疡性结肠炎的作用以及对肠道菌群调节机制的影响。
1. 材料与方法
1.1 动物、试剂和仪器
雄性C57小鼠（8周龄，20只，16~20 g），上海西普尔-必凯实验动物有限公司（生产许可证号：SCXK(沪)2013-0016）。Villin-cre小鼠[B6.Cg-Tg(Vil1in-cre)1000Gum/J，021504]，2只，16~20 g，美国JAX公司（北京澄天生物科技有限公司代理），生产许可证号：SYXK（京）2018-0016），用于产生肠上皮细胞特异性Metrnl基因敲除小鼠（Metrnl(-/-)）。所有小鼠饲养于相对洁净环境下，使用独立通风系统（individual ventilated cages, IVC）动物房，温度恒定（22~26 ℃），室内明暗交替12 h（08:00至20:00照明），相对湿度为40%~70%，笼内维持正压20~25 Pa，每小时换气60~70次。所有实验动物的使用，都经过海军军医大学动物管理机构的同意和认证，符合实验动物饲养及相关管理规定。所有动物实验均按照美国国家卫生研究院实验动物的护理和使用指南进行，并得到海军军医大学动物伦理委员会的批准。IVC系统购自上海鸣励实验室科技发展有限公司。TRIzol试剂（15596026），美国Invitrogen公司；葡聚糖硫酸钠盐（dextran sodium sulfate，DSS），MFCD00081551，分子量36 000~50 000，美国MP公司，引物，生工生物工程有限公司；包埋机（JB- L5，德国徕卡有限公司）；切片机（RM2126，德国徕卡有限公司）；RT-PCR仪器（ABI 7500系统，美国赛默飞公司）；粪便DNA提取试剂盒（QIAamp Fast DNA Stool Mini Kit，Qiagen, Hilden, 德国）；紫外微量分光光度计（NanoDrop 2000，Thermo Scientific, 美国）；DNA凝胶回收试剂盒（AxyPrep DNA GelExtraction Kit，Axygen Biosciences, 美国）；微型荧光计（QuantiFluor-ST，Promega, 美国）；测序仪（Illumina MiSeq，Illumina, 美国）。
1.2 肠上皮细胞特异性Metrnl基因敲除小鼠的制备
首先按照本课题组已报道的方法[5]制备Metrnlloxp/loxp小鼠。根据报道的Metrnl(-/-)小鼠的繁殖策略[13]，即将Metrnlloxp/loxp小鼠与购买的Villin-Cre小鼠进行交配，产下后代小鼠基因型为Metrnlloxp/wtVillin-Cre。将Metrnlloxp/wtVillin-Cre小鼠和Metrnlloxp/loxp小鼠交配，产生下一代Metrnlloxp/loxpVillin-Cre小鼠。继续与Metrnlloxp/loxp交配，产下的后代，经基因型鉴定分别为Metrnlloxp/loxpVillin-Cre（Metrnl(-/-)）和Metrnlloxp/loxp（Metrnl(+/+)）。
1.3 RT-PCR定量肠道组织Metrnl mRNA表达
按照本课题组已报道的方法[3]，使用TRIzol试剂从肠道组织中提取总RNA，并使用ABI 7500系统进行RT-PCR。最终的20 μl反应混合物包括10 μl SYBR Green，2 μl cDNA模板和1 μl引物。通过重复反应确定平均阈值循环（Ct），将靶基因表达标准化为GAPDH，并使用ΔΔCT方法获得定量测量结果。Metrnl上游引物（F）CTGGAGCAGGGAGGCTTATTT，下游引物（R）GGACAACAAAGTCACTGGTACAG；GAPDH上游引物（F）GTATGACTCCACTCACGGCAAA，下游引物（R）GGTCTCGCTCCTGGAAGATG。
1.4 DSS诱导肠炎模型制备
雄性C57小鼠（8周龄）于实验室适应2周后，按照本课题组已报道的方法进行模型制备[7]，将DSS溶于水中，分别至终浓度为3%和1%，让小鼠自由饮用。
小鼠溃疡性结肠炎疾病程度评分，按照我们之前已报道的的评分标准进行评分[8]，对体重下降程度、大便性状、血便情况共3部分分别进行评分，然后进行加和，计算总分数。具体评分标准如下（表1）。
表 1 小鼠溃疡性结肠炎疾病程度评分表疾病评分 体重下降 (%) 大便性状 大便潜血 0 <1 正常 阴性 1 ≥1-5 - + 2 ≥5-10 软 ++ 3 ≥10-15 - +++ 4 ≥15 腹泻 ++++ 注：“-” 无此性状；“+” 潜血程度。 1.5 结肠长度检测及HE染色
小鼠处死后，取整个结肠部位，测量长度进行比较。然后将结肠下段部位组织用4％多聚甲醛固定，石蜡包埋，切片机切至4 μm的切片，按照之前的实验方法[14]，进行HE染色，染色后在光学显微镜下观察炎症细胞浸润情况，组织损伤情况并拍照记录。
1.6 肠道菌群测定
使用16S核糖体RNA基因测序技术检测肠道菌群。为了进行样品收集和DNA提取，从实验小鼠中收集粪便样品，并在取样后3h内将其冷冻在−80°C下。使用QIAamp Fast DNA Stool Mini Kit进行DNA提取。使用NanoDrop 2000测量细菌DNA的浓度。然后，将16S核糖体RNA基因测序用于检测细菌DNA。基因的V3-V4区域使用FastPfu聚合酶通过条形码索引引物（338F和806R）进行PCR扩增。然后通过AxyPrep DNA GelExtraction Kit，凝胶提取纯化扩增子，并使用QuantiFluor-ST进行定量。将纯化的扩增子以等摩尔浓度合并，并使用Illumina MiSeq仪器进行末端配对测序。
1.7 微生物宏基因组学分析
16S rRNA测序数据由Quantitative Insights Into Microbial Ecology平台（V.1.9.1）处理，并进行了MegaBLAST搜索，将生物分类单位的读数（OTU）与国家生物技术信息中心16S rRNA数据库中的参考序列比对。按照文献报道的方法[15]进行宏基因组学分析，从16S rRNA序列推算肠道微生物组的基因组，并且对每个样品的基因含量进行了预测。
1.8 统计分析
本实验结果数据以（
$\bar x $ ±s）表示，使用SPSS18.0软件进行统计分析。多组以上比较采用单因素方差分析（One-way ANOVA），各组与正常对照组比较采用Dunnett t检验法，两组比较采用独立样本t检验。以P<0.05为差异具有统计学意义。2. 结果
2.1 Metrnl(-/-)小鼠未表现结肠炎症状
我们构建了肠上皮细胞特异性Metrnl基因敲除（Metrnl(-/-)）小鼠，并检测了Metrnl mRNA在大肠和小肠组织中的表达。结果表明，Metrnl(-/-)小鼠中Metrnl mRNA的表达在结肠和小肠组织中极低（图1A）。 HE结肠切片显示Metrnl(-/-)和Metrnl(+/+)小鼠之间均无组织损伤和炎症细胞浸润（图1B）。以上结果表明，肠上皮细胞特异性Metrnl基因敲除后不会诱发溃疡性结肠炎。
2.2 溃疡性结肠炎模型制备条件的选择
在建立DSS诱发的溃疡性结肠炎模型之前，为了选择最佳的观察时间和DSS给药浓度，我们分别选择3％DSS和1％DSS进行造模，并观察了不同DSS浓度下C57小鼠的存活时间。结果显示，在3％DSS组的第6天，出现了小鼠死亡；直至给药10 d，全部小鼠死亡（图2A）。在1％DSS组中，未观察到小鼠死亡。与对照组相比，3％DSS组的小鼠体重在第5天时显著性降低（P<0.05），而1％DSS组的体重并无显著改变（图2B）。同样，与对照组相比，3％DSS组小鼠DAI增加（P<0.05），结肠长度显著性缩短（P<0.05），而1％DSS组在疾病活动指数、结肠长度方面均无明显变化（图2C-D）。 组织形态学方面，3％DSS组表现出结肠炎表型，具有明显的组织损伤，而对照组并无明显变化（图2E）。因此，我们选择3％DSS和5 d的给药时间作为后续实验条件。
2.3 Metrnl缺乏对DSS诱导的溃疡性结肠炎的影响
给予Metrnl(-/-)和Metrnl(+/+)小鼠3％DSS后，两组小鼠均表现出溃疡性结肠炎症状，其特征为持续的体重减轻、疾病活动指数增加、血性腹泻、结肠长度缩短以及结肠炎症（图3）。在此过程中，在给药后第5天时，与Metrnl(+/+)小鼠体重减轻（−8.27± 1.32）%相比，Metrnl(-/-)小鼠的体重减轻（−14.92±1.05）%，具有统计学差异（P<0.05，图3A）；与Metrnl(+/+)小鼠的疾病活动指数（6.00±1.63）相比，Metrnl(-/-)小鼠显著增加至（9.67±1.38）（P<0.05，图3B）；与Metrnl(+/+)小鼠结肠长度（7.08±0.89 cm）相比，Metrnl(-/-)小鼠结肠更短（5.77±0.58 cm）（P<0.05）（图3D）；为了排除上述差异不是由小鼠摄入不同量的3%DSS引起的，我们还检测了两组小鼠的饮水量。结果显示两组小鼠饮水量之间并无显着差异（图3C）。
图 3 Metrnl敲除后对DSS诱导的溃疡性结肠炎的影响A. 体重；B.疾病评分；C.水摄入量；D.结肠长度；E.结肠组织HE染色P<0.05，与DSS-Metrnl(+/+)组比较。2.4 Metrnl缺乏对DSS诱导的溃疡性结肠炎小鼠的菌群平衡的影响
我们通过高通量16S rRNA基因测序，检测了Metrnl对DSS诱导的溃疡性结肠炎小鼠模型中肠道菌群的影响。应用Chao1 丰度估计量（chao1 richness estimator），香农多样性指数（shannon diversity index），辛普森多样性指数（simpson diversity index）三种指标评价各组小鼠中菌群的Alpha多样性（图4A-C）。结果显示，在未进行DSS造模之前，Metrnl(-/-)和Metrnl(+/+)小鼠的Alpha多样性并无显著差异；而进行3%DSS造模后，Metrnl(-/-)和Metrnl(+/+)小鼠出现了差异，其中Metrnl(-/-)小鼠多样性显著下降（图4A-C）。主成分分析显示，在给予3%DSS造模后的Metrnl(-/-)和Metrnl(+/+)小鼠之间微生物的组成显著不同（图4D）。检测小鼠粪便微生物组成，结果显示，在“门”这一层面，给予3%DSS后拟杆菌门（Bacteroidetes）、厚壁菌门（Firmicutes）和变形杆菌门（Proteobacteria）在Metrnl(-/-)和Metrnl(+/+)小鼠间存在显著的不同（图4E）。在Metrnl(-/-)小鼠中，Bacteroidetes和Proteobacteria显著降低，而Firmicutes显著升高。在“纲”这一层面，发现给予DSS后，Metrnl(-/-)和Metrnl(+/+)小鼠间拟杆菌纲（Bacteroidia）和梭菌纲（Clostridia）具有显著差异。值得注意的是，拟杆菌纲（Bacteroidia）属于拟杆菌门（Bacteroidetes）；梭菌纲（Clostridia）属于厚壁菌门（Firmicutes）（图4F）。为了进一步探究影响给予DSS后造成Metrnl(-/-)和Metrnl(+/+)小鼠间状态的原因，我们又在“目”层面进行了检测，结果显示（图4G），拟杆菌目（Bacteroidales），属于杆菌纲（Bacteroidia）；梭菌目（Clostridiales），属于梭菌纲（Clostridia）发生了显著改变。
图 4 肠上皮Metrnl 敲除对DSS诱导的溃疡性结肠炎小鼠肠道菌群动态平衡的影响A. Chao1丰度估计量；B.香农多样性指数；C.辛普森多样性指数；D.主成分分析；E.门水平上的丰度；F.纲水平上的丰度；G.目水平上的丰度P<0.05，与DSS-Metrnl(+/+)组比较。3. 讨论
本研究用DSS诱导溃疡性结肠炎小鼠模型并从对肠道微生物影响的角度出发，探究肠上皮Metrnl特异性敲除对于肠道菌群调节的影响以及对溃疡性结肠炎的作用。发现Metrnl在溃疡性结肠炎小鼠模型中具有保护的功能，该效应可能是Metrnl通过对肠道菌群的调节所致。 近期有一篇关于Metrnl改善克罗恩氏病（CD）的报道，该研究表明肠系膜脂肪组织与肠道存在交互作用，发现小鼠在给予Metrnl后，可通过激活STAT5/PPARγ信号通路，从而达到促进脂肪细胞分化来减轻肠系膜脂肪组织病变的作用[16]。该研究表明Metrnl确实可以影响炎症性肠病的发生发展。除此以外，我们进一步证实了，肠上皮特异性Metrnl敲除后可以加重DSS诱导的溃疡性结肠炎，并且该作用是通过抑制AMPK-mTOR-p70S6K通路，下调了肠上皮细胞自噬水平产生的[7]。
肠道微环境形成了合适的微生物群栖息地，已证明会影响多种消化系统疾病的发生[17]。肠道菌群稳态的紊乱已被广泛认为与炎症性肠病的发病机制和进展密切相关[8]。肠道菌群主要有三种功能，分别是代谢作用，保护作用和营养作用[18-19]。正常人肠道中在“门”这一层面，主要有四类微生物群，包括拟杆菌门（Bacteroidetes）、厚壁菌门（Firmicutes）、放线菌门（Actinobacteria）和变形杆菌门（Proteobacteria）[20-21]。
溃疡性结肠炎的主要特征是有益细菌的减少。拟杆菌门（Bacteroidetes）是革兰阴性厌氧细菌，构成了哺乳动物胃肠道中主要微生物群[22]。目前认为，拟杆菌门可以通过免疫调节和维持体内平衡而对宿主发挥有益作用。据报道，拟杆菌门可以通过分泌多糖A（polysaccharide A, PSA）来增强抗炎因子IL-10的mRNA表达[23-24]。本研究结果显示出类似趋势，在给予3%DSS进行溃疡性结肠炎造模后，Metrnl(-/-)小鼠症状更加严重，与Metrnl(+/+)小鼠相比，其拟杆菌门的成分显著下降。然而，拟杆菌门在溃疡性结肠炎中并不完全有益。有报道显示，拟杆菌门可以侵入肠道组织并引起个别患者的肠道损伤[25]。因此针对该类菌属的作用还有待进一步验证。除此以外，由于SCFA具有增强肠壁屏障和免疫系统的作用，从而有助于抵抗病原体，因此产生SCFA的菌群目前认为对人体是有益的，例如Faecalibacterium prausnitzii，Roseburia或Eubacterium[26-28]。放线菌门（Actinobacteria）中的双歧杆菌属（Bifidobacterium）也是有益菌群[29-30]。然而，在该属中发现了有争议的结果，因为有研究报道显示，与对照组相比，溃疡性结肠炎患者的Bifidobacterium增加了[31- 32]，其原因可能是疾病程度的造成的。因此，需要进一步的研究来阐明该有益菌群在溃疡性结肠炎中的作用。
相反的，目前很多研究显示菌群在溃疡性结肠炎中显著增加，如变形杆菌门（Proteobacteria）下的黏附侵入性大肠杆菌属（adherent-invasive Escherichia coli）和巴斯德杆菌属（Pasteurellaceae），厚壁菌门（Firmicutes）下的韦荣氏球菌属（Veillonellaceae）和瘤胃球菌属（Ruminococcus gnavus），梭杆菌属（Fusobacterium）。我们的研究结果也显示出类似趋势，在给予DSS后，与Metrnl(+/+)小鼠相比，Metrnl(-/-)小鼠的厚壁菌的成分显著上升。除此以外，以下菌属也被认为具有潜在致病性，如大肠杆菌属（Escherichia），沙门菌属（Salmonella），耶尔森菌属（Yersinia），脱硫弧菌属（Desulfovibrio），幽门螺杆菌属（Helicobacter），弧菌属（Vibrio）[31, 33-36]。目前报道较多的是黏附侵入性大肠杆菌，此种细菌能够黏附并穿过肠道黏液屏障，侵入肠道上皮层，促进TNFα分泌和炎症的发生[37-38]。本研究表明，肠上皮特异性Metrnl敲除后，在3%DSS诱导的溃疡性结肠炎模型中，导致肠道菌群动态平衡的进一步紊乱，表明恢复菌群动态平衡对于治疗溃疡性结肠炎至关重要。
需要注意的是，大量研究表明，目前并没有明确具体的哪一种微生物群对人体是有益的，因为每个人的菌群特征都不同。一般而言，只有相对平衡的微生物群，才能最佳地维持人体的代谢和免疫功能以及预防疾病的发展。在健康的肠道中，病原菌和共生菌群可以共存而不会出现问题。但是，这种平衡的任何紊乱都会导致营养不良，从而改变微生物与宿主之间的相互作用[39]。尽管目前普遍认为溃疡性结肠炎中肠环境平衡的破坏是显著发生的，但是造成肠道平衡紊乱的生物学机制的仍然未知，并且不清楚这种紊乱究竟是造成溃疡性结肠炎的原因还是结果。
本研究仍存在不足。首先，肠道微生态对溃疡性结肠炎的保护作用的详细机制仍未探究清楚，特别是肠道中存在的主要4类微生物群（拟杆菌，厚壁菌，放线菌，变形杆菌）对溃疡性结肠炎的作用还有待证实。其次，肠上皮特异性Metrnl敲除后通过调节肠道菌群的组成，从而加重3%DSS诱导的溃疡性结肠炎的作用证据仍不十分充分，需要今后在进一步的研究中加以阐明。
-
[1] PEDERSON T. The ribosome: A structural biology triumph offering new horizons[J]. Faseb j, 2019, 33(4): 4655-4656. doi: 10.1096/fj.190401ufm [2] KANG J, BRAJANOVSKI N, CHAN K T, et al. Ribosomal proteins and human diseases: Molecular mechanisms and targeted therapy[J]. Signal Transduct Target Ther, 2021, 6(1): 323. doi: 10.1038/s41392-021-00728-8 [3] NISSEN P, HANSEN J, BAN N, et al. The structural basis of ribosome activity in peptide bond synthesis[J]. Science, 2000, 289(5481): 920-930. doi: 10.1126/science.289.5481.920 [4] PETIBON C, MALIK GHULAM M, CATALA M, et al. Regulation of ribosomal protein genes: An ordered anarchy[J]. Wiley Interdiscip Rev RNA, 2021, 12(3): e1632. [5] DALLA VENEZIA N, VINCENT A, MARCEL V, et al. Emerging role of eukaryote ribosomes in translational control[J]. Int J Mol Sci, 2019, 20(5): 1226. doi: 10.3390/ijms20051226 [6] ROFEAL M, EL-MALEK F A. Ribosomal proteins as a possible tool for blocking sars-cov 2 virus replication for a potential prospective treatment[J]. Med Hypotheses, 2020, 143: 109904. doi: 10.1016/j.mehy.2020.109904 [7] TAKEI S, TOGO-OHNO M, SUZUKI Y, et al. Evolutionarily conserved autoregulation of alternative pre-mrna splicing by ribosomal protein L10a[J]. Nucleic Acids Res, 2016, 44(12): 5585-5596. doi: 10.1093/nar/gkw152 [8] KIM J, KIM Y S. Effect of HIV-1 Tat on the formation of the mitotic spindle by interaction with ribosomal protein S3[J]. Sci Rep, 2018, 8(1): 8680. doi: 10.1038/s41598-018-27008-w [9] YI Y W, YOU K S, PARK J S, et al. Ribosomal protein S6: a potential therapeutic target against cancer?[J]. Int J Mol Sci, 2021, 23(1): 48. doi: 10.3390/ijms23010048 [10] QI Y K, LI X, CHANG C K, et al. Ribosomal protein L23 negatively regulates cellular apoptosis via the RPL23/Miz-1/c-Myc circuit in higher-risk myelodysplastic syndrome[J]. Sci Rep, 2017, 7(1): 2323. doi: 10.1038/s41598-017-02403-x [11] OGAWA L M, BASERGA S J. Crosstalk between the nucleolus and the DNA damage response[J]. Mol Biosyst, 2017, 13(3): 443-455. doi: 10.1039/C6MB00740F [12] DU C W, WANG T N, JIA J N, et al. Suppression of RPL34 inhibits tumor cell proliferation and promotes apoptosis in glioblastoma[J]. Appl Biochem Biotechnol, 2022, 194(8): 3494-3506. doi: 10.1007/s12010-022-03857-0 [13] SUN Z Q, QIU Z G, WANG Z K, et al. Silencing ribosomal protein L22 promotes proliferation and migration, and inhibits apoptosis of gastric cancer cells by regulating the murine double minute 2-protein 53 (mdm2-p53) signaling pathway[J]. Med Sci Monit, 2021, 27: e928375. [14] XIE C J, CAO K, PENG D X, et al. RPLP1 is highly expressed in hepatocellular carcinoma tissues and promotes proliferation, invasion and migration of human hepatocellular carcinoma Hep3b cells[J]. Exp Ther Med, 2021, 22(1): 752. doi: 10.3892/etm.2021.10184 [15] JI P G, WANG L, LIU J H, et al. Knockdown of rpl34 inhibits the proliferation and migration of glioma cells through the inactivation of jak/stat3 signaling pathway[J]. J Cell Biochem, 2019, 120(3): 3259-3267. doi: 10.1002/jcb.27592 [16] MICALIZZI D S, EBRIGHT R Y, HABER D A, et al. Translational regulation of cancer metastasis[J]. Cancer Res, 2021, 81(3): 517-524. doi: 10.1158/0008-5472.CAN-20-2720 [17] GUO P Y, WANG Y, DAI C X, et al. Ribosomal protein S15a promotes tumor angiogenesis via enhancing Wnt/β-catenin-induced fgf18 expression in hepatocellular carcinoma[J]. Oncogene, 2018, 37(9): 1220-1236. doi: 10.1038/s41388-017-0017-y [18] NI C, BUSZCZAK M. Ribosome biogenesis and function in development and disease[J]. Development, 2023, 8(1): 15. [19] JANG S, LEE J, MATHEWS J, et al. The drosophila ribosome protein S5 paralog RpS5b promotes germ cell and follicle cell differentiation during oogenesis[J]. Development, 2021, 148(19): dev199511. doi: 10.1242/dev.199511 [20] DANILOVA N, WILKES M, BIBIKOVA E, et al. Innate immune system activation in zebrafish and cellular models of Diamond Blackfan anemia[J]. Sci Rep, 2018, 8(1): 5165. doi: 10.1038/s41598-018-23561-6 [21] DANILOVA N, BIBIKOVA E, COVEY T M, et al. The role of the DNA damage response in zebrafish and cellular models of Diamond Blackfan anemia[J]. Dis Model Mech, 2014, 7(7): 895-905. [22] SONG B, ZHANG Q, ZHANG Z, et al. Systematic transcriptome analysis of the zebrafish model of Diamond-Blackfan anemia induced by RPS24 deficiency[J]. BMC Genomics, 2014, 15(1): 759. doi: 10.1186/1471-2164-15-759 [23] ANTUNES A T, GOOS Y J, PEREBOOM T C, et al. Ribosomal protein mutations result in constitutive p53 protein degradation through impairment of the akt pathway[J]. PLoS Genet, 2015, 11(7): e1005326. doi: 10.1371/journal.pgen.1005326 [24] XUE J Q, CHEN L, CHENG H, et al. The identification and validation of hub genes associated with acute myocardial infarction using weighted gene Co-expression network analysis[J]. J Cardiovasc Dev Dis, 2022, 9(1): 30. doi: 10.3390/jcdd9010030 [25] CHEN Y, CHEN Y H, TANG C H, et al. RPS4Y1 promotes high glucose-induced endothelial cell apoptosis and inflammation by activation of the p38 MAPK signaling[J]. Diabetes Metab Syndr Obes, 2021, 14: 4523-4534. doi: 10.2147/DMSO.S329209 [26] LEE J H, LIST A, SALLMAN D A. Molecular pathogenesis of myelodysplastic syndromes with deletion 5q[J]. Eur J Haematol, 2019, 102(3): 203-209. doi: 10.1111/ejh.13207 [27] BOLZE A, BOISSON B, BOSCH B, et al. Incomplete penetrance for isolated congenital asplenia in humans with mutations in translated and untranslated rpsa exons[J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2018, 115(34): E8007-e8016. [28] SHI R, LIU Z R. RPL15 promotes hepatocellular carcinoma progression via regulation of RPs-MDM2-p53 signaling pathway[J]. Cancer Cell Int, 2022, 22(1): 150. doi: 10.1186/s12935-022-02555-5 [29] LI H Y, ZHANG H, HUANG G M, et al. Loss of RPS27a expression regulates the cell cycle, apoptosis, and proliferation via the RPL11-MDM2-p53 pathway in lung adenocarcinoma cells[J]. J Exp Clin Cancer Res, 2022, 41(1): 33. doi: 10.1186/s13046-021-02230-z [30] ORŠOLIĆ I, BURSAĆ S, JURADA D, et al. Cancer-associated mutations in the ribosomal protein L5 gene dysregulate the HDM2/p53-mediated ribosome biogenesis checkpoint[J]. Oncogene, 2020, 39(17): 3443-3457. doi: 10.1038/s41388-020-1231-6 [31] SMOLOCK E M, KORSHUNOV V A, GLAZKO G, et al. Ribosomal protein L17, RpL17, is an inhibitor of vascular smooth muscle growth and carotid intima formation[J]. Circulation, 2012, 126(20): 2418-2427. doi: 10.1161/CIRCULATIONAHA.112.125971 [32] EL KHOURY W, NASR Z. Deregulation of ribosomal proteins in human cancers[J]. Biosci Rep, 2021, 41(12): BSR20211577. doi: 10.1042/BSR20211577 [33] LIU Y, DAHL M, DEBNATH S, et al. Successful gene therapy of Diamond-Blackfan anemia in a mouse model and human CD34(+) cord blood hematopoietic stem cells using a clinically applicable lentiviral vector[J]. Haematologica, 2022, 107(2): 446-456. [34] ORGEBIN E, LAMOUREUX F, ISIDOR B, et al. Ribosomopathies: new therapeutic perspectives[J]. Cells, 2020, 9(9): 2080. doi: 10.3390/cells9092080 [35] PARK I, PHAN T M, FANG J. Novel molecular mechanism of lenalidomide in myeloid malignancies independent of deletion of chromosome 5q[J]. Cancers, 2021, 13(20): 5084. doi: 10.3390/cancers13205084 [36] WU Z K, WEI W Y, FAN H Z, et al. Integrated analysis of competitive endogenous RNA networks in acute ischemic stroke[J]. Front Genet, 2022, 13: 833545. doi: 10.3389/fgene.2022.833545 [37] KIM J W, YIN X L, MARTIN I, et al. Dysregulated mRNA translation in the G2019S LRRK2 and LRRK2 knock-out mouse brains[J]. eNeuro, 2021, 8(6): ENEURO. 0310-ENEURO. 0321.2021. [38] LV J, HUANG X R, KLUG J, et al. Ribosomal protein s19 is a novel therapeutic agent in inflammatory kidney disease[J]. Clin Sci (Lond), 2013, 124(10): 627-637. doi: 10.1042/CS20120526 [39] KONG Y Z, CHEN Q Y, LAN H Y. Macrophage migration inhibitory factor (MIF) as a stress molecule in renal inflammation[J]. Int J Mol Sci, 2022, 23(9): 4908. doi: 10.3390/ijms23094908 [40] JACOBS R Q, HUFFINES A K, LAIHO M, et al. The small-molecule BMH-21 directly inhibits transcription elongation and DNA occupancy of rna polymerase i in vivo and in vitro[J]. J Biol Chem, 2022, 298(1): 101450. doi: 10.1016/j.jbc.2021.101450 [41] ZHANG J, LIU W, JI P, et al. Silencing of long chain noncoding RNA paternally expressed gene (PEG10) inhibits the progression of neuroblastoma by regulating microRNA-449a (miR-449a)/ribosomal protein s2 (RPS2) axis[J]. Bioengineered, 2022, 13(3): 6309-6322. doi: 10.1080/21655979.2022.2042999 [42] LI Y M, ZHOU Y, LI B F, et al. WDR74 modulates melanoma tumorigenesis and metastasis through the RPL5-MDM2-p53 pathway[J]. Oncogene, 2020, 39(13): 2741-2755. doi: 10.1038/s41388-020-1179-6 [43] PECORARO A, PAGANO M, RUSSO G, et al. Ribosome biogenesis and cancer: overview on ribosomal proteins[J]. Int J Mol Sci, 2021, 22(11): 5496. doi: 10.3390/ijms22115496 [44] GAO Y, LI F Y, ZHOU H, et al. Down-regulation of MRPS23 inhibits rat breast cancer proliferation and metastasis[J]. Oncotarget, 2017, 8(42): 71772-71781. doi: 10.18632/oncotarget.17888 [45] HAO C Y, DUAN H B, LI H, et al. Knockdown of mrpl42 suppresses glioma cell proliferation by inducing cell cycle arrest and apoptosis[J]. Biosci Rep, 2018, 38(2): BSR20171456. doi: 10.1042/BSR20171456 [46] ZHANG L, LU P, YAN L, et al. MRPL35 is up-regulated in colorectal cancer and regulates colorectal cancer cell growth and apoptosis[J]. Am J Pathol, 2019, 189(5): 1105-1120. doi: 10.1016/j.ajpath.2019.02.003 [47] WANG Z, LI J J, LONG X B, et al. MRPS16 facilitates tumor progression via the PI3K/AKT/Snail signaling axis[J]. J Cancer, 2020, 11(8): 2032-2043. doi: 10.7150/jca.39671 [48] YU M J, ZHAO N, SHEN H B, et al. Long noncoding RNA MRPL39 inhibits gastric cancer proliferation and progression by directly targeting miR-130[J]. Genet Test Mol Biomarkers, 2018, 22(11): 656-663. doi: 10.1089/gtmb.2018.0151 [49] TANG N Y, CHUEH F S, YU C C, et al. Benzyl isothiocyanate alters the gene expression with cell cycle regulation and cell death in human brain glioblastoma GBM 8401 cells[J]. Oncol Rep, 2016, 35(4): 2089-2096. doi: 10.3892/or.2016.4577 [50] CHANG Y, HE J G, TANG J Q, et al. Investigation of the gene co-expression network and hub genes associated with acute mountain sickness[J]. Hereditas, 2020, 157(1): 13. doi: 10.1186/s41065-020-00127-z -
点击查看大图
计量
- 文章访问数: 8716
- HTML全文浏览量: 10375
- PDF下载量: 147
- 被引次数: 0
下载:
