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成纤维细胞的增殖和活化引起的细胞外基质（extracellular matrix，ECM）的累积是肺纤维化的主要病理基础[1]。肺纤维化治疗难度大，且发展到晚期纤维化过程不可逆转，而一些药物的长期使用会提高肺纤维化的发生风险，对于这临床的一类并发症应格外重视。来氟米特（leflunomide，LEF）是治疗类风湿性关节炎的常用药物，但是有临床报道称，长期服用LEF可能提高肺纤维化的发生风险，但是也有研究认为LEF对肺纤维化影响不大[2]。微小RNA（microRNA，miRNA）长度约为18~22个核苷酸，虽然不具备编码功能，但是可通过识别和碱基配对的方式与靶基因信使RNA（message RNA，mRNA）的3'非翻译区（3'UTR）结合，从而参与基因表达的调控[3]。miR-449a具有抑制肿瘤细胞的增殖并诱导凋亡的作用[4]，并且最新研究发现miR-449a可能与肺纤维化有关，在二氧化硅诱导的肺纤维化模型中，miR-449a可通过调节自噬缓解纤维化[5]。c-Jun氨基末端激酶（c-Jun N-terminal kinase，JNK）是调节细胞增殖、凋亡和分化的重要蛋白，其磷酸化后可通过信号转导调控细胞生物学行为[6]。本文发现了miR-449a的过表达会显著缓解由LEF引起的肺成纤维细胞的增殖，而沉默miR-449a对细胞的影响相反，这可能是LEF引起肺纤维化的机制之一，报道如下。
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人肺成纤维细胞MRC-5购自美国ATCC；LEF（苏州长征-欣凯制药有限公司，国药准字H20000550）；RPMI-1640培养基以及血清购自美国Gibco公司；miR-449a mimic和inhibitor质粒由Genepharma公司构建；
LipofectamineTM 2000（美国Invitrogen公司）；荧光显微镜（Olympus BX51）；Model 680酶标仪（Bio-Rad，美国）；流式细胞仪（BD FACScanto II，Becton Dickinson，美国）。CCK-8试剂盒（武汉华美公司）；凋亡试剂盒（美国Thermo Fisher）；PVDF膜（美国Bio-Rad公司）；抗体购自美国Abcam公司，逆转录试剂盒TaKaRa和SYBR Prellix Ex TaqTM实时PCR试剂盒购自TaKaRa（日本）。
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MRC-5细胞在RPMI-1640培养基中培养，温度为37 ℃，CO2浓度为5%。细胞被分为6组，即对照组、LEF组、LEF+mimic组、mimic组、LEF+inhibitor组和inhibitor组。其中LEF+mimic组和mimic组通过转染miR-449a mimic质粒过表达miR-449a的水平，LEF+inhibitor组和inhibitor组通过转染miR-449a inhibitor质粒使miR-449a的水平降低。对照组转染空载质粒。LEF组、LEF+mimic组和LEF+inhibitor组分别在5 mg/L LEF的条件下培养48 h。
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将细胞裂解后收集总RNA并检测纯度，通过逆转录试剂盒合成cDNA，然后进行PCR反应，步骤如下：95 ℃下2 min，95 ℃下15 s，60 ℃下25 s和72 ℃下60 s，共进行40个循环。以U6作为内参，使用2-ΔΔCT法分析miR-449a水平。引物序列如下（5′-3′），miR-449a上游引物：TGCGGTGGCAGTGTATTGTTAGC，下游引物：CCAGTGCAGGGTCCGAGGT；U6上游引物：GGGCAGGAAGAGGGCCTAT，下游引物：TATGGCTAGCATGACTGGT。
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将细胞调节至2×104个细胞/ml的密度，接种于96孔板中，100 μl/孔。再培养24、48和72 h后将10 μl的CCK-8试剂加入至每孔中，37 ℃下培养2 h。在酶标仪上测量450 nm处的吸光度（A），计算相对细胞活力。
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分别将各组细胞200个细胞在6孔板中培养，每3天补充一次培养基，培养2周。用PBS洗涤细胞并加入甲醇固定15 min，加入使用结晶紫染色30 min，在显微镜下观察克隆形成的数目，≥50个细胞的集落为一个克隆形成。
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将细胞洗涤后重悬于结合缓冲液中，使细胞浓度为2.5×105个/ml。根据试剂盒说明书将试剂加入细胞中，并通过流式细胞术分析细胞凋亡情况。
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通过免疫荧光染色检测α平滑肌肌动蛋白（α smooth muscle actin，α-SMA）和胶质蛋白I（collagen I，Col I）的表达情况分析细胞的表型和细胞外基质。然后将细胞在4 ℃下使用α-SMA的抗体染色过夜，用异硫氰酸四甲基罗丹明的山羊抗兔抗体染色30 min。然后再于避光条件下利用4',6-二脒基-2-苯基吲哚（4',6-diamidino-2-phenylindole，DAPI）对细胞核染色10 min，通过荧光显微镜观察。
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通过Western blot检测JNK和磷酸化JNK（p-JNK）蛋白的水平。将细胞裂解、离心收集总蛋白并检测蛋白浓度。使用10%的SDS-PAGE凝胶用于电泳分离蛋白，电泳后使用PVDF膜转膜并在室温下用5%无脂牛奶封闭2 h。分别加入一抗（稀释1:1 000）室温震荡2 h，后在4 ℃孵育过夜，加入二抗（稀释1:5 000），孵育3 h。通过Quantity One软件分析条带的灰度值并以GAPDH为参照计算目标蛋白质的表达量。
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实验数据采用SPSS 19软件进行处理，实验结果以平均值±标准偏差（SD）表示，组间比较采用单因素方差分析和t检验，统计学显著性表示为P<0.05。
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使用qPCR检测各组细胞中miR-449a表达水平。结果显示mimic组miR-449a水平显著高于对照组，inhibitor组的miR-449a表达水平显著低于对照组（P<0.05），说明转染实验成功。LEF组的miR-449a水平显著低于对照组（P<0.05），并且LEF+mimic组的miR-449a的表达水平显著高于LEF组，LEF+inhibitor组的miR-449a显著低于LEF组（P<0.05）。表明LEF可抑制人成纤维细胞中miR-449a的表达，见表1。
表 1 各组miR-449a表达水平比较
组别 miR-449a 对照组 1.16±0.08 LEF组 0.58±0.05* LEF+mimic组 2.04±0.16# mimic组 6.32±0.63* LEF+inhibitor组 0.41±0.06# inhibitor组 0.77±0.07* *P<0.05，与对照组比较；#P<0.05，与LEF组比较 -
使用CCK-8法检测各组细胞的相对细胞活力。结果显示在第48小时和第72小时，LEF组和inhibitor组的细胞活力显著高于对照组（P<0.05），而mimic组的细胞活力显著低于对照组（P<0.05）。此外，LEF+mimic组的细胞活力显著低于LEF组，LEF+inhibitor组的细胞活力显著高于LEF组（P<0.05），过表达miR-449a可部分逆转LEF对促进人成纤维细胞的细胞活力的作用，而降低miR-449a的水平会进一步促进细胞活力，见表2。
表 2 各组细胞的相对细胞活力比较（%）
组别 24 h 48 h 72 h 对照组 100.07±1.83 100.76±2.07 100.16±1.96 LEF组 103.67±2.06 110.83±2.15* 121.17±2.65* LEF+mimic组 99.98±2.14 98.57±2.11# 97.37±2.01# mimic组 97.54±1.97 91.79±2.35* 81.77±1.78* LEF+inhibitor组 107.68±2.08 118.67±3.07# 132.84±2.07# inhibitor组 104.31±1.79 111.38±2.67* 119.35±2.18* *P<0.05，与对照组比较；#P<0.05，与LEF组比较 -
LEF组和inhibitor组的克隆形成数目显著高于对照组而细胞凋亡率低于对照组（P<0.05），mimic组的克隆形成数目显著低于对照组而细胞凋亡率显著高于对照组（P<0.05）。此外，LEF+mimic组的克隆形成数目显著低于LEF组而细胞凋亡率显著高于LEF组（P<0.05），LEF+inhibitor组的克隆形成数目在LEF的基础上进一步升高而细胞凋亡率进一步降低（P<0.05）。过表达miR-449a可逆转LEF促进肺成纤维细胞增殖和抑制凋亡的作用，而低表达miR-449a会加剧LEF的作用，见表3。
表 3 各组细胞增殖和凋亡情况比较
组别 克隆形成数目（个） 细胞凋亡率（%） 对照组 54.32±4.36 5.53±0.94 LEF组 87.66±7.24* 3.11±0.76* LEF+mimic组 60.82±6.06# 6.73±1.26# mimic组 31.12±3.78* 17.32±3.28* LEF+inhibitor组 119.35±5.08# 2.14±0.62# inhibitor组 92.71±7.89* 3.45±0.83* *P<0.05，与对照组比较；#P<0.05，与LEF组比较 -
本次研究通过免疫荧光技术检测了各组α-SMA的水平来分析细胞向肌细胞转化情况，检测Col I的水平来分析ECM水平。其中蓝色荧光为细胞核，红色荧光为α-SMA或Col I蛋白。LEF组和inhibitor组的荧光强度显著高于对照组（P<0.05），而mimic组的相对荧光强度低于对照组（P<0.05）。此外，LEF+mimic组的相对荧光强度显著低于LEF组（P<0.05），LEF+inhibitor组的相对荧光强度显著高于LEF组（P<0.05）。过表达miR-449a可部分逆转LEF对促进人成纤维细胞α-SMA和Col I表达的促进作用，见图1、图2和表4。
图 1 免疫荧光检测各组细胞中α-SMA的表达水平（×400）
图 2 免疫荧光检测各组细胞中Col I的表达水平（×400）
表 4 各组细胞α-SMA相对荧光强度比较
组别 α-SMA Col I 对照组 1.02±0.11 1.24±0.14 LEF组 2.36±0.47* 2.57±0.38* LEF+mimic组 1.53±0.34# 1.89±0.25# mimic组 0.47±0.05* 0.45±0.06* LEF+inhibitor组 3.25±0.18# 4.13±0.54# inhibitor组 2.48±0.15* 3.11±0.39* *P<0.05，与对照组比较；#P<0.05，与LEF组比较 -
LEF组和inhibitor组的p-JNK/JNK水平高于对照组，mimic组的p-JNK/JNK水平显著低于对照组（P<0.05），并且LEF+mimic组中p-JNK/JNK水平显著低于LEF组（P<0.05），LEF+inhibitor组中p-JNK/JNK水平显著高于LEF组（P<0.05）。过表达miR-449a可逆转LEF促进JNK蛋白磷酸化的作用，见表5。
表 5 各组p-JNK/JNK相对水平比较
组别 p-JNK JNK p-JNK/JNK 对照组 2.04±0.18 2.16±0.16 0.94±0.09 LEF组 2.87±0.31 1.05±0.10 2.73±0.18* LEF+mimic组 1.67±0.19 2.24±0.21 0.75±0.07# mimic组 0.96±0.11 3.11±0.28 0.31±0.04* LEF+inhibitor组 3.04±0.24 1.10±0.10 2.76±0.25# inhibitor组 3.78±0.34 1.02±0.09 3.71±0.31* *P<0.05，与对照组比较；#P<0.05，与LEF组比较 -
肺纤维化是一种慢性进行性肺部疾病，但是临床上尚无治疗肺纤维化的特效方法和药物，目前用于进行性肺纤维化的唯一有效治疗方法是肺移植[7]，若患者未接受肺移植，通常在诊断后的3至5年内出现肺功能丧失导致呼吸衰竭和死亡。肺纤维化的病理特征包括纤维增生和ECM沉积过多，但是这个过程较为漫长，并且在早期症状不明显，也缺乏相应的诊断手段，在患者确诊为肺纤维化时再采取治疗效果有限。因此虽然LEF是否会引起肺纤维化尚无定论，但是由于肺纤维化的恶性预后和致死率，LEF治疗过程中的肺纤维化风险仍是临床重点关注的问题。研究LEF促进肺纤维化的机制是寻找诊断和治疗肺纤维化新方法的重要途径。
LEF是一种调节免疫的药物，其作用机制通过抑制二氢乳清酸脱氢酶来抑制T淋巴细胞和其他类型细胞的细胞周期进程[8]。LEF引起的肺纤维化并导致患者死亡的病例随着LEF使用时间的增加而升高[9]。一项长期的调查随访报告指出，在5911例使用LEF治疗的患者中，共出现了80例间质性肺病，其中有27例患者死亡，并且结果判定其中有18例患者的死亡是由于LEF直接导致[10-11]。在肺纤维化的过程中，成纤维细胞向成肌纤维细胞转化和ECM的累积是两大特点[12]。因此本文主要分析了LEF对人肺成纤维细胞的影响，结果显示LEF可显著促进成纤维细胞的细胞活力和增殖，抑制其凋亡，并诱导细胞表达大量的α-SMA蛋白和ECM累积。α-SMA是上皮细胞向间质细胞转化的检测指标之一，也是体外研究肺纤维化的最常用指标，而Col I是ECM的主要成分[13]。作者提示了LEF可通过活化成纤维细胞和促进其增殖参与肺纤维化。
为进一步分析LEF调节肺成纤维细胞增殖和表达α-SMA的机制，我们检测了miR-449a在其中的作用。miR-449a是近年来新发现的一种miRNA，研究已经证实了其可通过靶向并诱导靶基因mRNA降解，抑制肺癌细胞的增殖、上皮间充质转化[14-15]。本次研究结果显示LEF可抑制miR-449a的表达水平，并且过表达miR-449a可抑制成纤维细胞的细胞活力、细胞增殖能力，抑制α-SMA和Col I蛋白的表达，并促进其凋亡。过表达miR-449a会逆转由LEF引起的细胞活化、增殖以及α-SMA和Col I蛋白的表达，而抑制miR-449a的水平会进一步加剧LEF的促纤维化作用。Zhang等[16]的研究结果也显示miR-449a具有调节α-SMA蛋白表达的作用。通过进一步的研究我们还发现LEF可促进JNK的磷酸化，过表达miR-449a会抑制JNK磷酸化水平并显著逆转LEF促进JNK磷酸化的作用。JNK的活化在促进肺癌发生和发展中的作用已经被广泛证实，此外，JNK可活化可能通过活化肝星状细胞引起肝纤维化[17]。Yang等[18]的研究结果显示阻断JNK途径可抑制成纤维细胞样滑膜细胞的活性，并抑制迁移和侵袭。Shingyochi等[19]的研究结果也显示了激活JNK通路会促进成纤维细胞的增殖和迁移。这提示LEF可能通过miR-499a促进JNK蛋白的磷酸化，从而促进肺成纤维细胞的活化和增殖，并促进细胞向肌纤维细胞转化和ECM的累积，进而引起肺纤维化。
综上所述，LEF可能通过抑制肺成纤维细胞中miR-449a的表达激活JNK途径，促进α-SMA的表达和ECM的累积，从而诱导成纤维细胞的活化和增殖，抑制其凋亡，从而引起肺纤维化。但是，关于LEF调节miR-449a的机制和miR-449a在JNK途径中的作用仍需要进一步的研究。
Mechanism of leflunomide in regulating pulmonary fibrosis by regulating miR-449a
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摘要:
目的 探究来氟米特（leflunomide，LEF）通过调节微小RNA（microRNA，miR）-449a在肺纤维化中的机制研究。 方法 将人肺成纤维细胞MRC-5分为6组，即对照组、LEF组、LEF+mimic组、mimic组、LEF+inhibitor组和inhibitor组。通过质粒转染miR-449a mimic或inhibitor来过表达或沉默miR-449a，在5 mg/L LEF的条件下培养48 h。分别通过CCK-8法、克隆形成实验和流式细胞术检测各组细胞活力、细胞增殖能力和凋亡率。使用免疫荧光染色检测α平滑肌肌动蛋白（α smooth muscle actin，α-SMA）胶质蛋白I（collagen I，col I）。分别使用qPCR和Western blot检测miRNA和蛋白的水平。 结果 mimic组miR-449a水平显著高于对照组（P<0.05）。LEF组和inhibitor组的miR-449a水平显著低于对照组（P<0.05）。LEF+mimic组的miR-449a的表达水平显著高于LEF组，LEF+inhibitor组的miR-449a水平显著低于LEF组（P<0.05）。LEF组和inhibitor组的细胞活力和细胞增殖能力显著高于对照组（P<0.05）。mimic组的细胞活力和细胞增殖能力显著低于对照组（P<0.05）。LEF+mimic组的细胞活力和细胞增殖能力显著低于LEF组而LEF+inhibitor组的细胞活力显著高于LEF组（P<0.05）。LEF组和inhibitor组的细胞凋亡率低于对照组（P<0.05），mimic组的细胞凋亡率显著高于对照组（P<0.05）。LEF+mimic组的细胞凋亡率显著高于LEF组而LEF+inhibitor组的凋亡率显著低于LEF组（P<0.05）。LEF组和inhibitor组的α-SMA和Col I蛋白的荧光强度显著高于对照组（P<0.05），mimic组的相对荧光强度低于对照组（P<0.05）。LEF+mimic组的α-SMA和Col I蛋白相对荧光强度显著低于LEF组，LEF+inhibitor组的α-SMA和Col I蛋白相对荧光强度显著高于LEF组（P<0.05）。LEF组和inhibitor组的p-JNK/JNK水平高于对照组（P<0.05），mimic组的p-JNK/JNK水平显著低于对照组（P<0.05），LEF+mimic组中p-JNK/JNK水平显著低于LEF组而LEF+inhibitor组的p-JNK/JNK水平显著高于LEF组（P<0.05）。 结论 LEF可能通过抑制肺成纤维细胞中miR-449a的表达激活JNK途径，从而诱导成纤维细胞的活化和增殖，抑制其凋亡，从而引起肺纤维化。 -
关键词:
- 来氟米特 /
- 肺纤维化 /
- 成纤维细胞 /
- α平滑肌肌动蛋白 /
- 微小RNA-449a /
- c-Jun氨基末端激酶
Abstract:Objective To investigate the mechanism of leflunomide (LEF) in regulating pulmonary fibrosis by regulating microRNA (miR)-449a. Methods Human lung fibroblasts MRC-5 were divided into 6 groups: control group, LEF group, LEF+mimic group, mimic group, LEF+inhibitor group and inhibitor group. MiR-449a was overexpressed or silenced by plasmid transfection with miR-449a mimic or inhibitor and ncubate for 48 h at 5 mg / L LEF. The cell viability, cell proliferation ability and apoptotic rate of each group were measured by CCK-8 method, clone formation experiment and flow cytometry. Immunofluorescent staining was used to detect α smooth muscle actin (α-SMA) and collagen I (col I). The levels of miRNA and protein were detected using qPCR and Western blot, respectively. Results The miR-449a level in the mimic group was significantly higher than that in the control group (P<0.05). The level of miR-449a in LEF group and inhibitor group was significantly lower than that in control group (P<0.05). The expression level of miR-449a in LEF+mimic group was significantly higher than that in LEF group, and the level of miR-449a in LEF+inhibitor group was significantly lower than that in LEF group (P<0.05). The cell viability and cell proliferation ability of the LEF group and inhibitor group were significantly higher than those of the control group (P<0.05). The cell viability and cell proliferation ability of the mimic group were significantly lower than those of the control group (P<0.05). The cell viability and cell proliferation ability of the LEF+mimic group were significantly lower than those of the LEF group, while the cell viability of the LEF+inhibitor group was significantly higher than that of the LEF group (P<0.05). The apoptosis rate of LEF group and inhibitor group was lower than that of control group (P<0.05). The apoptosis rate of mimic group was significantly higher than that of control group (P<0.05). The apoptosis rate of LEF+mimic group was significantly higher than that of LEF group, while the apoptosis rate of LEF+inhibitor group was significantly lower than that of LEF group (P<0.05). The fluorescence intensity of α-SMA and Col I proteins in LEF group and inhibitor group were significantly higher than those in control group (P<0.05). The relative fluorescence intensity of mimic group was lower than that of control group (P<0.05). The relative fluorescence intensities of α-SMA and Col I proteins in LEF+mimic group were significantly lower than those in LEF group, while the relative fluorescence intensities of α-SMA and Col I protein in LEF+inhibitor group were significantly higher than those in LEF group (P<0.05). The levels of p-JNK / JNK in LEF group and inhibitor group were higher than those in control group (P<0.05). The p-JNK / JNK level in the mimic group was significantly lower than that in the control group (P<0.05). The level of p-JNK / JNK in LEF+mimic group was significantly lower than that in LEF group, while the level of p-JNK / JNK in LEF+inhibitor group was significantly higher than that in LEF group (P<0.05). Conclusion LEF may activate the JNK pathway by inhibiting the expression of miR-449a in lung fibroblasts, thereby inducing fibroblast activation and proliferation, inhibiting apoptosis, and causing pulmonary fibrosis. -
Key words:
- leflunomide /
- pulmonary fibrosis /
- fibroblasts /
- alpha smooth muscle actin /
- microRNA-449a /
- c-Jun N-terminal kinase
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新型冠状病毒肺炎（coronavirus disease 2019，COVID-19），是指2019年始发、由严重急性呼吸道综合征冠状病毒2型（severe acute respiratory syn-drome coronavirus 2，SARS-CoV-2）引起的肺炎。截至2020年4月5日，全球共确诊COVID-19患者1 093 349例，死亡58 620例[1]。目前尚无针对COVID-19的特异性治疗药物，一些化学药物包括氯喹/羟氯喹、洛匹那韦/利托那韦、瑞德西韦等正在临床开展随机对照研究。临床实践表明，清肺排毒汤和连花清瘟胶囊等多种中药方剂和制剂对COVID-19有良好的治疗效果。据国家卫生健康委员会报道，在我国确诊的COVID-19病例中，有74 187人使用了中医药，占91.5%；中医药能够缓解症状，减少轻型、普通型疾病向重型发展，提高治愈率、降低病死率，总有效率达90%以上[2]。
柴胡达胸合剂，曾用名为“强力肺炎1号”，是国医大师梅国强教授为痰热壅肺证COVID-19患者制定的中药处方[3]。柴胡达胸合剂由小柴胡汤、小陷胸汤、达原饮、止嗽散共同组方，包含柴胡、黄芩、法半夏、全瓜蒌、黄连、枳实、甘草、浙贝母、桔梗、百部、前胡、紫苑、款冬花、槟榔、草果、藿香、佩兰、虎杖共十八味中药。由于临床使用疗效显著，2020年2月23日，湖北省药品监督管理局下发制剂备案批件，包括柴胡达胸合剂在内的2个由湖北省中医院研制的医院制剂获批用于防治COVID-19[4]。
网络药理学是基于系统生物学和多向药理学技术和方法，通过构建“药物-基因-疾病”网络，分析药物在网络中与特定节点相互作用的关系，从整体角度探索药物与机体相互作用的一门学科[5]。2007年，Hopkins首次在Nature Biotechnology杂志上发表述评，提出网络药理学这一概念，并认为其为发现新药的新范式[6]。中药通过多成分、多靶点、多通路对疾病产生治疗作用，利用网络药理学方法，可系统阐明中药治疗疾病的药理作用机制[7]。
因此，本研究运用网络药理学方法，筛选柴胡达胸合剂治疗COVID-19的活性成分和作用靶点，构建“药材-活性成分-靶点”网络图，然后对靶点进行蛋白质-蛋白质相互作用（protein-protein interac-tion, PPI）、GO基因注释和KEGG信号通路分析，为进一步阐明柴胡达胸合剂治疗COVID-19的药理作用机制提供理论依据。
1. 材料与方法
1.1 柴胡达胸合剂药材的性味归经、活性成分和靶点的筛选
通过《中华人民共和国药典》（2015年版）手工检索柴胡达胸合剂的十八味中药材的性味归经，利用Cytoscape 3.7.2软件制作“药材-性味归经”网络图。在中药系统药理学数据库和分析平台（TCMSP）以柴胡达胸合剂中的十八味中药材名为关键词检索得到所有中药的化学成分。生物利用度（oral bioavailability，OB）和半衰期（half life，HL）是影响药动学的重要参数，而类药性（drug-likeness，DL）可以反映化合物的理化性质与已上市的药物是否类似。根据TCMSP数据库推荐的筛选标准，本研究以OB≥30%，DL≥0.18及HL≥4 h为条件，筛选得到每味中药材的活性成分。同时，通过 TCMSP 数据库查找各活性成分的作用靶点，归纳整理后利用Uniprot 数据库（
https://www.uniprot.org/ ）标准化靶点名称。1.2 “药材-活性成分-靶点”网络图的构建
以coronavirus为关键词，检索GeneCards（
https://www.genecards.org/ ）和OMIM（https://omim.org/ ）数据库获得COVID-19潜在相关基因；利用Venn图在线绘制工具（http://bioinformatics.psb.ugent.be/webtools/Venn/ ），将柴胡达胸合剂活性成分的作用靶点和COVID-19相关基因取交集，得到柴胡达胸合剂治疗 COVID-19作用靶点；最后，将得到的药材-活性成分-靶点关联性文本导入Cytoscape 3.7.2软件，构建并分析“药材-活性成分-靶点”网络。1.3 PPI网络构建
将柴胡达胸合剂治疗 COVID-19作用靶点导入STRING 蛋白相互作用数据库（
https://string-db.org/ ），物种选定为Homo sapiens，获得PPI信息并导入Cytoscape 3.7.2软件，利用NetworkAnalyzer功能，分析网络中每个靶点的度值（dgree value），使用R软件Graphics包，绘制条形图展示度值排名前20位的靶点。1.4 GO基因注释和KEGG通路分析
利用R软件的org.Hs.eg.db和clusterProfiler包，对柴胡达胸合剂治疗COVID-19的作用靶点进行GO基因注释和KEGG通路分析，以P＜0.05进行筛选，得到柴胡达胸合剂对COVID-19发挥治疗作用参与的生物学过程和信号通路，并绘制气泡图展示结果。
2. 结果
2.1 柴胡达胸合剂的药材性味归经
柴胡达胸合剂“药材-性味归经”网络如图1所示，图中节点的大小代表该节点在网络中的度值。由图可知，度值最大的性味归经分别为寒（度值=8）、苦（度值=13）和肺经（度值=14）。
2.2 柴胡达胸合剂的活性成分及其作用靶点
通过TCMSP平台检索到柴胡达胸合剂中的十八味药材共包含1 977个化合物。以OB≥30%，DL≥0.18及HL≥4 h为条件筛选并去重后，共得到221个活性成分。在TCMSP检索活性成分的作用靶点，并到Uniprot数据库中查找其标准名称，最后共得到259个作用靶点。柴胡达胸合剂的“中药-化合物-活性成分-靶点”信息，结果见表1。
表 1 柴胡达胸合剂的“中药-化合物-活性成分-靶点”信息表中药名称 化合物（个） 活性成分（个） 靶点（个） 柴胡 349 14 165 黄芩 143 32 95 法半夏 116 11 70 全瓜蒌 80 7 8 黄连 48 10 153 枳实 65 14 98 甘草 280 76 198 浙贝母 17 4 29 桔梗 102 7 63 百部 110 18 82 前胡 101 11 157 紫菀 91 13 175 款冬花 148 19 155 槟榔 52 3 10 草果 59 5 136 藿香 94 9 147 佩兰 60 6 73 虎杖 62 8 159 2.3 柴胡达胸合剂治疗 COVID-19的作用靶点
通过检索GeneCards和OMIM数据库，共收集得到COVID-19相关基因352个。将柴胡达胸合剂的作用靶点和COVID-19相关基因取交集制作Venn图，共得到51个交集基因，即柴胡达胸合剂治疗COVID-19的作用靶点（图2）。
2.4 “药材-活性成分-靶点”网络
柴胡达胸合剂治疗COVID-19“药材-活性成分-靶点”网络共包含234个节点（药材节点18个，有效成分节点165个，靶点节点51个）。网络中棱形代表药材节点，倒三角代表有效成分节点，圆形代表靶点节点（图3）。节点的颜色越深或节点图形越大，表明该节点在网络中的度值越高。每一圈的最低点为该圈度值最大的节点，度值沿逆时针方向逐渐减小，且3个有效成分节点圈由外往里节点度值依次减小。网络中化合物节点中位数为4，高于2倍中位数的化合物节点共有12个（表2），这些化合物可能是柴胡达胸合剂治疗COVID-19的主要活性成分。
表 2 高于2倍度值中位数的化合物信息表TCMSP数据库ID 化合物名称 对应药材 度值 MOL000098 槲皮素（quercetin） 草果、柴胡、甘草、虎杖、黄连、藿香、款冬花、前胡、紫菀 46 MOL000006 木犀草素（luteolin） 虎杖、桔梗、佩兰、枳实、紫菀 23 MOL000422 山奈酚（kaempferol） 柴胡、甘草、款冬花、紫菀 16 MOL000358 β-谷甾醇（beta-sitosterol） 百部、半夏、浙贝母、虎杖、黄芩、款冬花、前胡、紫菀 15 MOL000173 汉黄芩素（wogonin） 黄芩 14 MOL004328 柚皮素（naringenin） 甘草、枳实 13 MOL002714 黄芩素（baicalein） 半夏、黄芩 10 MOL000497 甘草查尔酮A（licochalcone A） 甘草 10 MOL001689 刺槐素（acacetin） 黄芩、桔梗 10 MOL005828 川陈皮素（nobiletin） 枳实 10 MOL000354 异鼠李素（isorhamnetin） 柴胡、甘草、紫菀 9 MOL005916 葛花苷元（irisolidone） 藿香 9 2.5 PPI网络
在“药材-活性成分-靶点”网络中的靶点节点不包含PPI信息，因此，对柴胡达胸合剂治疗COVID-19靶点进行PPI分析，结果如图4A所示。图中节点形状越大，表明其度值越高，越可能为柴胡达胸合剂治疗COVID-19的核心作用靶点。对网络中度值前30的节点作条形图，节点度值排名前10的蛋白为CASP3、MAPK3、IL-6、MAPK8、IL-10、CXCL8、MAPK1、IL-1B、PTGS2 和CCL2（图4B）。
2.6 GO基因注释
GO基因注释将基因的功能分为3个部分：参与的生物学过程（biological process，BP），所处的细胞组分（cellular component，CC），执行的分子功能（molecular function，MF）。对柴胡达胸合剂治疗COVID-19的51个作用靶点进行GO基因注释，以P＜0.05为条件进行筛选，结果得到GO条目共1 722个，其中BP条目1 612个，CC条目30个，MF条目80个。选取每个部分的前5个条目作气泡图，富集最多基因且P值最小的BP、CC和MF条目分别为脂多糖反应、膜筏和细胞因子受体结合（图5）。
2.7 KEGG信号通路分析
对柴胡达胸合剂治疗COVID-19的51个作用靶点进行 KEGG 信号通路富集分析，筛选出P＜0.05的信号通路156条，选取富集基因最多的10条通路作气泡图。排名前5的信号通路为糖尿病并发症中的AGE-RAGE信号通路、甲型流感、IL-17信号通路、TNF信号通路和乙型肝炎（图6）。
3. 讨论
COVID-19隶属于中医的“温疫”、“疫病”范畴，病因为感受“异气”、“疠气”，疠气夹湿，病位在肺、脾[3]。柴胡达胸合剂用于痰热壅肺证患者，其病因为痰热互结，壅闭于肺，致使肺失宣降而表现的肺经实热证候。本研究首先对柴胡达胸合剂的十八味中药材进行性味归经的网络分析，结果发现柴胡达胸合剂组方的性味以“苦寒”最多且主归肺经。“苦寒”药能清热泻火，消除热症，多用于具有实热特征病证[8]。因此，柴胡达胸合剂与COVID-19的病机、病位相符。
利用中药、疾病相关数据库，本研究筛选出柴胡达胸合剂治疗COVID-19的165个活性成分和51个作用靶点，表明柴胡达胸合剂治疗COVID-19具有多成分、多靶点的特点。通过构建和分析“药材-活性成分-靶点”网络图，发现网络中度值较高的12个活性成分：槲皮素、木犀草素、山奈酚、β-谷甾醇、汉黄芩素、柚皮素、黄芩素、甘草查尔酮A、刺槐素、川陈皮素、异鼠李素和葛花苷元。除β-谷甾醇外，其余11个成分均属于黄酮类化合物。
黄酮类化合物广泛存在于自然界的多种植物中，具有包括抗炎、抗动脉粥样硬化和抗肿瘤等多种药理作用[9]。黄酮类化合物还有良好的抗病毒作用，对流感病毒、呼吸道合胞病毒、单纯疱疹病毒和柯萨奇病毒等都有抑制作用[10]。体外实验研究表明，槲皮素和木犀草素均能够抑制SARS-CoV 3CL蛋白酶活性，对SARS-CoV 产生抑制作用[11-12]。β-谷甾醇也能抑制SARS-CoV 3CL蛋白酶活性[13]。SARS-CoV-2与SARS-CoV基因序列有约80%同源性，两者3CL蛋白酶结构有相似性[14]。此外，分子对接结果发现山柰酚、槲皮素、 黄芩素、 木犀草素、 汉黄芩素、β-谷甾醇与SARS-CoV-2 3CL蛋白酶均有较高的结合活性[15]。因此，通过直接抑制SARS-CoV-2 3CL蛋白酶活性，可能是柴胡达胸合剂治疗COVID-19的药理作用机制之一。
通过分析PPI网络发现，CASP3、MAPK3、IL-6、MAPK8、IL-10、CXCL8、MAPK1、IL-1B、PTGS2、CCL2等在网络中有较高的度值。CASP3基因编码的caspase-3蛋白是细胞凋亡过程中重要的终末剪切酶，研究发现caspase-3蛋白在SARS-CoV病毒引起的组织细胞凋亡过程中发挥了重要作用[16]。MAPK基因编码的丝裂原活化蛋白激酶参与细胞的增殖、分化、迁移及凋亡等多个生物学过程。此外，炎症因子风暴被认为是重症COVID-19患者组织损伤的病理机制之一。SARS-CoV-2病毒在体内激活T细胞，产生粒细胞-巨噬细胞集落刺激因子（GM-CSF）和IL-6等细胞因子，随后GM-CSF会进一步激活CD14+CD16+炎性单核细胞，进一步升高IL-6等炎性因子，形成炎症因子风暴，导致严重的肺部和其他器官免疫损伤[17]。细胞因子根据其在炎性反应中的作用不同可分为促炎性细胞因子（如 IL-1、IL-6、IFN-α、IFN-γ、TNF-α 等）和抑炎性细胞因子（如 IL-4、IL-10 等）两类。SARS患者的肺部炎症和肺损伤与患者血浆中的IL-1B、IL-6、IL-12等促炎性细胞因子水平升高引起炎症因子风暴有关[18]。同样地，COVID-19患者血浆IL-1B、IFN-γ、CXC趋化因子-10（CXCL-10）等促炎性细胞因子水平也升高[19]。本研究中，IL-6、IL-10和IL-1B均为核心作用靶点。因此，减少组织细胞凋亡、降低促炎性细胞因子和升高抑炎性细胞因子水平可能也是柴胡达胸合剂治疗COVID-19的药理作用机制。
对靶点进行GO基因注释的结果表明，柴胡达胸合剂治疗COVID-19的主要生物学过程为脂多糖反应、对源于细菌的分子的反应和氧化应激反应等。脂多糖是G-菌细胞壁的组成成分，可诱导细胞产生炎性反应，其中促炎性细胞因子发挥了重要介导作用。IL-6可促进B细胞分化，并活化MAPK，激活STAT转录因子，从而加重炎性反应[20]。KEGG分析富集到156条信号通路，主要涉及糖尿病并发症中的AGE-RAGE信号通路、甲型流感、IL-17信号通路、TNF信号通路和乙型肝炎，表明柴胡达胸合剂治疗COVID-19多通路的特点。
综上所述，本研究采用网络药理学方法，初步揭示了柴胡达胸合剂可能一方面通过多种黄酮类化合物和β-谷甾醇直接抑制SARS-CoV-2 3CL蛋白酶活性，另一方面通过多成分、多靶点、多通路减少组织细胞凋亡、降低促炎性细胞因子和升高抑炎性细胞因子水平，从而对COVID-19产生治疗作用。
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表 1 各组miR-449a表达水平比较
组别 miR-449a 对照组 1.16±0.08 LEF组 0.58±0.05* LEF+mimic组 2.04±0.16# mimic组 6.32±0.63* LEF+inhibitor组 0.41±0.06# inhibitor组 0.77±0.07* *P<0.05，与对照组比较；#P<0.05，与LEF组比较 
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表 2 各组细胞的相对细胞活力比较（%）
组别 24 h 48 h 72 h 对照组 100.07±1.83 100.76±2.07 100.16±1.96 LEF组 103.67±2.06 110.83±2.15* 121.17±2.65* LEF+mimic组 99.98±2.14 98.57±2.11# 97.37±2.01# mimic组 97.54±1.97 91.79±2.35* 81.77±1.78* LEF+inhibitor组 107.68±2.08 118.67±3.07# 132.84±2.07# inhibitor组 104.31±1.79 111.38±2.67* 119.35±2.18* *P<0.05，与对照组比较；#P<0.05，与LEF组比较
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表 3 各组细胞增殖和凋亡情况比较
组别 克隆形成数目（个） 细胞凋亡率（%） 对照组 54.32±4.36 5.53±0.94 LEF组 87.66±7.24* 3.11±0.76* LEF+mimic组 60.82±6.06# 6.73±1.26# mimic组 31.12±3.78* 17.32±3.28* LEF+inhibitor组 119.35±5.08# 2.14±0.62# inhibitor组 92.71±7.89* 3.45±0.83* *P<0.05，与对照组比较；#P<0.05，与LEF组比较
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表 4 各组细胞α-SMA相对荧光强度比较
组别 α-SMA Col I 对照组 1.02±0.11 1.24±0.14 LEF组 2.36±0.47* 2.57±0.38* LEF+mimic组 1.53±0.34# 1.89±0.25# mimic组 0.47±0.05* 0.45±0.06* LEF+inhibitor组 3.25±0.18# 4.13±0.54# inhibitor组 2.48±0.15* 3.11±0.39* *P<0.05，与对照组比较；#P<0.05，与LEF组比较
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表 5 各组p-JNK/JNK相对水平比较
组别 p-JNK JNK p-JNK/JNK 对照组 2.04±0.18 2.16±0.16 0.94±0.09 LEF组 2.87±0.31 1.05±0.10 2.73±0.18* LEF+mimic组 1.67±0.19 2.24±0.21 0.75±0.07# mimic组 0.96±0.11 3.11±0.28 0.31±0.04* LEF+inhibitor组 3.04±0.24 1.10±0.10 2.76±0.25# inhibitor组 3.78±0.34 1.02±0.09 3.71±0.31* *P<0.05，与对照组比较；#P<0.05，与LEF组比较
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[1] JOSHI S, SINGH A R, WONG S S, et al. Rac2 is required for alternative macrophage activation and bleomycin induced pulmonary fibrosis; a macrophage autonomous phenotype[J]. PLoS One,2017,12(8):e0182851-e0182856. doi: 10.1371/journal.pone.0182851 [2] REN L M, LI R, CHEN L N, et al. Efficacy and safety of weekly leflunomide for the treatment of early rheumatoid arthritis: a randomized, multi-center study[J]. Int J Rheum Dis,2016,19(7):651-657. doi: 10.1111/1756-185X.12677 [3] BOCKHORN J, DALTON R, NWACHUKWU C, et al. MicroRNA-30c inhibits human breast tumour chemotherapy resistance by regulating TWF1 and IL-11[J]. Nat Commun,2013,4: 4(1):1393-1398. [4] LI J, LU M J, JIN J, et al. MiR-449a suppresses tamoxifen resistance in human breast cancer cells by targeting ADAM22[J]. Cell Physiol Biochem,2018,50(1):136-149. doi: 10.1159/000493964 [5] HAN R H, JI X M, RONG R, et al. MiR-449a regulates autophagy to inhibit silica-induced pulmonary fibrosis through targeting Bcl2[J]. J Mol Med,2016,94(11):1267-1279. doi: 10.1007/s00109-016-1441-0 [6] TANG Y N, GENG Q, CHEN D, et al. Germline proliferation is regulated by somatic endocytic genes via JNK and BMP signaling in Drosophila[J]. Genetics,2017,206(1):189-197. doi: 10.1534/genetics.116.196535 [7] HUANG Y, MA S F, ESPINDOLA M S, et al. Microbes are associated with host innate immune response in idiopathic pulmonary fibrosis[J]. Am J Respir Crit Care Med,2017,196(2):208-219. doi: 10.1164/rccm.201607-1525OC [8] DENG F, ZHANG P, FENG J, et al. Effect of leflunomideon inflammatory factors and immune function in rats with chronic glomerulonephritis[J]. J Sichuan Univ Med Sci Ed,2016,47(2):217-221. [9] PATEL A, ZHANG S J, PARAMAHAMSA M, et al. Leflunomide induces pulmonary and hepatic CYP1A enzymes via aryl hydrocarbon receptor[J]. Drug Metab Dispos,2015,43(12):1966-1970. doi: 10.1124/dmd.115.066084 [10] SCOTT D L. Interstitial lung disease and disease modifying anti-rheumatic drugs[J]. Lancet,2004,363(9416):1239-1240. [11] SAKAI F, NOMA S, KURIHARA Y, et al. Leflunomide-related lung injury in patients with rheumatoid arthritis: imaging features[J]. Mod Rheumatol,2005,15(3):173-179. doi: 10.3109/s10165-005-0387-9 [12] RYU C, SUN H X, GULATI M, et al. Extracellular mitochondrial DNA is generated by fibroblasts and predicts death in idiopathic pulmonary fibrosis[J]. Am J Respir Crit Care Med,2017,196(12):1571-1581. doi: 10.1164/rccm.201612-2480OC [13] ISHIDA Y, KIMURA A, NOSAKA M, et al. Essential involvement of the CX3CL1-CX3CR1 axis in bleomycin-induced pulmonary fibrosis via regulation of fibrocyte and M2 macrophage migration[J]. Sci Rep,2017,7(1):16833-16837. doi: 10.1038/s41598-017-17007-8 [14] LIANG L, HUIJUAN L, LIANJIANG D, et al. MiR-449a suppresses LDHA-mediated glycolysis to enhance the sensitivity of non-small cell lung cancer cells to ionizing radiation[J]. Oncol Res Feat Preclin Clin Cancer Therap,2017,26(4):547-556. [15] WU D D, LIU J, CHEN J L, et al. MiR-449a suppresses tumor growth, migration, and invasion in non-small cell lung cancer by targeting a HMGB1-mediated NF-κB signaling pathway[J]. Oncol Res,2019,27(2):227-235. doi: 10.3727/096504018X15213089759999 [16] ZHANG J, GAO F D, NI T J, et al. Linc-POU3F3 is overexpressed in in-stent restenosis patients and induces VSMC phenotypic transformation via POU3F3/miR-449a/KLF4 signaling pathway[J]. Am J Transl Res,2019,11(7):4481-4490. [17] SATO-MATSUBARA M, MATSUBARA T, DAIKOKU A, et al. Fibroblast growth factor 2(FGF2) regulates cytoglobin expression and activation of human hepatic stellate cells via JNK signaling[J]. J Biol Chem,2017,292(46):18961-18972. doi: 10.1074/jbc.M117.793794 [18] YANG Y L, YE Y J, QIU Q, et al. Triptolide inhibits the migration and invasion of rheumatoid fibroblast-like synoviocytes by blocking the activation of the JNK MAPK pathway[J]. Int Immunopharmacol,2016,41:8-16. doi: 10.1016/j.intimp.2016.10.005 [19] SHINGYOCHI Y, KANAZAWA S, TAJIMA S, et al. A low-level carbon dioxide laser promotes fibroblast proliferation and migration through activation of akt, ERK, and JNK[J]. PLoS One,2017,12(1):e0168937-e0168937. doi: 10.1371/journal.pone.0168937 -
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