Optimization of rutin nanosuspension by response surface methodology and its intestinal absorption behavior

芦丁（上海阿拉丁生化科技股份有限公司，批号HR1345W4，纯度98%）；泊洛沙姆188（瑞泰生物科技有限公司，纯度99%）；十二烷基硫酸钠（北京偶合科技有限公司，批号：20231213，纯度99%）；羟丙甲纤维素-E5（安徽山河药用辅料有限公司，批号：170709，纯度99%）；乙腈和甲醇均为色谱纯，购自美国Fisher公司；其余试剂均为分析纯。

Nanotrac Wave纳米粒度及Zeta电位分析仪（美国麦奇克仪器有限公司）；Tecnai G2 F30 场发射扫描电镜（美国FEI公司）；Nicolet™ iS50D8 傅里叶变换红外光谱仪（赛默飞世尔科技公司）；ADVANCEJS94 X-射线衍射仪（德国Bruker公司）；JS94 微电泳仪（上海中晨数字技术设备有限公司）；LC-20AD 型高效液相色谱仪（日本岛津公司）；OLB-200B 恒温摇床（山东博科科学仪器有限公司）；ZRS-8G 溶出度测定仪（天津市天大天发科技有限公司）；LSP01-1A 蠕动泵（保定兰格恒流泵有限公司）。

SPF级健康成年雄性SD大鼠，体重190~210 g，由斯贝福（北京）生物技术有限公司提供（动物合格证编号：SCXK（京）2024-0001）。本研究方案已通过空军特色医学中心伦理审查委员会批准（伦理批件号：空特（科研）第2023-57-PJ01）。

采用湿法介质研磨法制备Ru-NS。首先，精确称取一定量的芦丁和羟丙甲纤维素-E5（HPMC-E5），放入10 ml西林瓶中，加入4 ml超纯水，接着加入磁力搅拌子和4 ml直径为0.4至0.6 mm的氧化锆珠。将西林瓶放置在磁力搅拌器上搅拌一定时间，最后滤去氧化锆珠，即可得到Ru-NS。

取Ru-NS溶液适量，用超纯水稀释至合适浓度，采用Nanotrac Wave纳米粒度及Zeta电位分析仪在25℃条件下测定其平均粒径和多分散性指数（polydispersity index，PDI）。每个样品平行测定3次，并计算平均值^[16]。

以Ru-NS的平均粒径和PDI作为评价指标，分别考察芦丁原料药用量、稳定剂种类以及稳定剂加入量对制备工艺的影响^[16]。

在固定其他条件下，分别使用10、20、40 mg的芦丁用量，结果如表1所示。随着芦丁用量增加，Ru-NS粒径呈现先减小后增大的趋势，在添加20 mg芦丁时，粒径最小。因此，选择20 mg为最佳药用量。

固定其他制备条件不变，选择不同稳定剂（P188、SDS及HPMC-E5）进行考察，结果见表2。结果表明以HPMC-E5作为稳定剂制备得到的Ru-NS粒径较小，且PDI小于0.2，具有良好的均一性，故选择HPMC-E5为稳定剂制备Ru-NS。

固定其他制备条件不变，HPMC-E5的用量分别为2、4、8 mg，结果见表3。结果表明，随着HPMC-E5添加量的增加，Ru-NS的粒径逐渐增大，故最终选择HPMC-E5添加量为2 mg。

在Ru-NS制备中，其制备工艺参数之间具有交互影响，故在单因素优化处方的基础上，设计响应面优化试验^[17-18]。选择制备工艺中对Ru-NS粒径及PDI影响较大的3个因素包括研磨时间（A）、氧化锆用量（B）及研磨速度（C）进行优化，以粒径（Y₁）及PDI（Y₂）为响应值来考察三者之间的交互效应，试验设计及结果见表4。

使用Design-Expert 13软件处理数据，拟合二次多项式方程，研磨时间（A）、氧化锆用量（B）和研磨速度（C）为自变量，粒径（Y₁）和PDI（Y₂）为因变量。最终得到方程：Y₁=129.27−23.8A−3.14B−7.78C−18.17AB−11.66AC−3.17BC+26.04A²+21.89B²+20.49C²，R²=0.8559；Y₂=0.2193−0.0455A−0.0201B−0.0222C−0.0483AB−0.0218AC−0.0403BC−0.0203A²−0.0066B²+0.013C²，R²=0.8928。经方差分析，对于Y₁模型方程，P=0.028<0.05，显著，而失拟项P=0.6796>0.05，失拟不显著；对于Y₂模型方程，P=0.0111<0.05，显著，失拟项P=0.4361>0.05，失拟不显著。表明该模型的拟合度良好，适合用于Ru-NS制备工艺的优化。

通过使用Design-Expert 13软件，在固定某一因素的情况下，绘制了研磨时间、氧化锆用量和研磨速度的响应面图，结果如图1所示。根据优化结果，Ru-NS的最佳制备工艺为：研磨时间0.842 h，氧化锆珠子用量3.044 ml，研磨速率810.102 r/min。最终确定实际工艺为：研磨时间0.8 h，氧化锆珠子用量3 ml，研磨速度810 r/min。

根据单因素实验确定的最佳配方及响应面优化结果，制备了3批Ru-NS，芦丁用量为20 mg，HPMC-E5用量为2 mg，研磨时间为0.8 h，氧化锆珠用量为3 ml，研磨速度为810 r/min，且粒径预测值为138.27 nm，PDI为0.2240。工艺验证结果显示，平均粒径为（138.47±6.33）nm，PDI为0.1401±0.0704，表明该工艺具有较好的重复性。

取Ru-NS溶液适量，用超纯水稀释至合适浓度，用JS94微电泳仪测定Zeta电位。Ru-NS的Zeta电位（−43.72±1.86）mV，其绝对值大于30 mV，表明Ru-NS的稳定性良好^[19]。

取适量的Ru-NS溶液，用超纯水稀释至合适浓度，然后均匀滴落在锡箔纸上自然干燥。对样品实施真空喷金处理，随后采用扫描电子显微镜（SEM）采集其形貌图像，结果如图2所示。Ru-NS呈现不规则的棒状结构，粒径主要集中在100至300 nm的范围内。

分别取适量芦丁、HPMC-E5、芦丁与HPMC-E5物理混合物以及Ru-NS冻干粉，与光谱级溴化钾按一定质量比例混合，充分研磨后压片。采用傅里叶变换红外光谱仪进行测定，扫描范围设定为4000~400 cm⁻¹，分辨率4 cm⁻¹，以空气为背景^[20]。红外光谱数据采用OMNIC 8.2软件采集和保存，结果见图3。芦丁的特征峰为3426 cm⁻¹（O-H拉伸振动峰）、1658 cm⁻¹（C=O拉伸振动）、1599 cm⁻¹、1555 cm⁻¹及1505 cm⁻¹（苯环C=C骨架振动）。对于HPMC-E5，特征峰为3484 cm⁻¹（O-H拉伸振动峰）、2838 cm⁻¹（甲氧基的C-H弯曲振动峰）。在Ru-NS的FTIR谱图中，O-H振动拉伸峰峰移动至3422 cm⁻¹处，表明芦丁与HPMC-E5之间发生了氢键相互作用^[21-22]。此外，Ru-NS中芦丁的苯环C=C骨架振动峰发生了不同程度的位移，分别位于1597 cm⁻¹、1557 cm⁻¹及1503 cm⁻¹，表明芦丁与HPMC-E5之间可能存在π-π堆积作用^[23]。

将芦丁、HPMC-E5、芦丁与HPMC-E5物理混合物及Ru-NS冻干粉分别置于研钵中充分研磨，使样品形成均匀粉末。取适量粉末装入样品槽，并用载玻片压平表面，随后置于X射线衍射仪中进行检测^[20]。实验参数设定为：Cu靶，管压40 kV，管电流25 mA，扫描范围（2θ）为10° ~ 50°，扫描速率为2°/min，结果见图4。芦丁、Ru/HPMC-E5物理混合物和Ru-NS在2θ = 10.4°、16.7°、22.1°、26.2°、26.8°附近均可观察到特征衍射峰，表明芦丁在原料药及其物理混合物中主要以晶态形式存在。进一步比较发现，HPMC-E5的加入未明显改变芦丁的晶体结构，说明芦丁在物理混合物中仍保持较稳定的结晶状态。与之相比，Ru-NS的衍射峰强度明显降低，部分弱衍射峰消失，提示湿法介质研磨过程中产生的机械作用可能导致芦丁晶体粒径减小、晶格缺陷增加，从而降低其结晶程度^[20,24]。

为了测定芦丁的饱和溶解度，将过量的芦丁、芦丁和HPMC-E5的物理混合物及Ru-NS分别分散在去离子水中，置于恒温振荡培养箱（37±0.5℃，转速100 r/min）平衡24 h。结束后，取悬浊液于室温下13 000 r/min，离心30 min，确保相分离完全。精密量取一定体积的上清液，加3倍体积甲醇稀释，经0.22 μm微孔滤膜过滤，通过HPLC检测得芦丁、芦丁/HPMC-E5物理混合物及Ru-NS的饱和溶解度分别为（52.24±3.71） μg/ml、（54.97±0.81） μg/ml、（79.64±0.09） μg/ml，其中Ru-NS的溶解度较原料药提升了52.45%，说明纳米技术能有效提高芦丁的水溶解度。

采用透析袋扩散法（分子截留量MW：14000）进行药物释放研究：分别精密吸取芦丁混悬液、芦丁和HPMC-E5的物理混合物溶液及Ru-NS溶液各1 ml，注入预处理后的透析袋中，后置于ZRS-8G 溶出度测定仪中。以250 ml含0.2%聚山梨酯80的PBS溶液作为释放介质，温度控制为37.0±0.5℃，转速设为100 r/min。分别于释放0.5、1、2、4、8、12、24、36和48 h时取样2 ml，并及时补充等体积、等温的新鲜释放介质。样品经0.22 μm微孔滤膜过滤后，采用HPLC测定药物含量，结果见图5。结果显示，在48 h内，芦丁、芦丁/HPMC-E5物理混合物及Ru-NS的累积释放度分别为42.85%、56.08%和81.17%，Ru-NS相较于原料药提高1.89倍，表明Ru-NS能有效提高药物溶出速率和累积释放度，与饱和溶解度实验结果相印证，为改善药物肠道吸收提供体外依据。

Krebs-Ringer’s（ K-R）缓冲液和空白肠灌流液按文献方法^[25]进行配置。芦丁和Ru-NS肠灌流液分别用含0.25% CMC-Na的K-R溶液进行配置，并将其稀释至100 μg/ml。收集大鼠肠灌流流出液，加3倍体积甲醇稀释，超声20 min后，离心取上清液经0.22 μm滤膜滤过，即得供试品溶液。

色谱柱Inertsil C₁₈（4.6 mm×250 mm，5 μm）；流动相为0.1%醋酸水-甲醇（50∶50，V/V），等度洗脱；流速1.0 ml/min；柱温30℃；进样体积10 μl；检测波长256 nm。

分别按照“2.8.2.1”项下的色谱条件测定空白肠灌流液、对照品溶液和Ru-NS灌流液，并记录色谱峰，如图6所示。结果表明，空白肠灌流液对芦丁的测定没有干扰，说明该方法具有良好的专属性。

精确称取适量芦丁对照品，甲醇定容至25 ml，得到浓度为1 mg/ml的芦丁对照品储备液。取对照品储备液适量，用甲醇稀释，制备系列浓度（0.625、1.25、2.5、5、10、20、40 μg/ml）的对照品溶液。根据色谱条件进行分析，得到回归方程Y = 20706 X–2091.6（r=1），表明芦丁在0.625 ~ 40.00 μg/ml范围内线性关系良好。

分别精密量取对照品母液适量，置于10 ml量瓶中，用甲醇稀释成高、中、低（30、20、1.25 μg/ml）3个质量浓度的溶液。按“2.8.2.1”项色谱条件进行测定，1 d内平行测定6次，考察其精密度。计算RSD分别为0.22%、0.63%、0.77%，表明仪器的精密度良好。

取6份供试品溶液进样，按“2.8.2.1”项色谱条件进行测定，考察其重复性。计算RSD为0.93%，表明Ru-NS重复性良好。

取供试品溶液分别于0、2、4、8、12、24 h进样，按“2.8.2.1”项色谱条件进行测定，考察其稳定性。计算RSD为0.43%，表明Ru-NS在 24 h内稳定性良好。

精确移取9份已知质量浓度的Ru-NS灌流液，分别添加样品量的80%、100%和120%的对照品，各3份。加入适量的甲醇，超声处理10分钟，定容至10 ml并摇匀。按照“2.8.2.1”项下的色谱条件进行测定，计算得芦丁的加样回收率为95.61% ~ 98.26%，符合生物样本准确度分析的要求。

采用在体单向肠灌流技术，探讨不同吸收部位对Ru-NS肠道吸收的影响。实验中使用健康的SD大鼠（雄性，体重200±20 g），禁食12小时（自由饮水）。随后，通过腹腔注射2.5%三溴乙醇（10 ml/kg）麻醉大鼠。沿腹白线做4 cm切口，选择待研究的肠段：十二指肠、空肠、回肠及结肠^[26]。在目标肠段两端插入硅胶管，并用无菌手术线结扎固定。实验过程中，以生理盐水浸润纱布覆盖暴露肠组织，以维持局部湿润，同时采用红外灯维持动物体温。启动蠕动泵后，先以37℃生理盐水冲洗肠腔内容物，再以0.2 ml/min流速灌流空白K-R溶液15 min，使肠段达到平衡状态。随后用37℃供试液以相同流速灌流30 min后开始计时，每隔15 min收集一次出口灌流液，共收集6份。实验结束后处死大鼠，并测量所取肠段的长度和内径^[14,16]。

采用重量法校正灌流液进、出口体积，以消除肠道水分吸收或分泌造成的体积变化对结果的影响。根据以下公式计算药物吸收速率常数（K_a）和有效渗透系数（P_app）：

其中，V_in和V_out为肠道进、出口的灌流液体积（ml）；r和l分别为待考察肠段的内径半径（cm）和长度（cm）；C_in和C_out为药物浓度（μg/ml）；Q为灌流液流速（ml/min）^[27]。

采用SPSS 26.0软件对数据进行分析，结果以$\bar x $±s表示，采用t检验分析，P<0.05时，说明存在显著性差异^[16]。

取芦丁和Ru-NS肠灌流液，采用“2.8.3”项下方法，分别以十二指肠，空肠、回肠和结肠作为灌流部位，以0.2 ml/min的速度灌流，持续灌流90 min。采用重量法校正^[20]，通过“2.8.4”项下公式（1, 2）计算K_a和P_app，比较芦丁和Ru-NS肠灌流液在不同肠段吸收的K_a和P_app差异，见表5。在正常大鼠中，芦丁和Ru-NS在不同肠段中的K_a和P_app为十二指肠>回肠>空肠>结肠，其中芦丁和Ru-NS在十二指肠和回肠中的吸收速率均显著高于结肠（P<0.001），表明芦丁和Ru-NS的主要吸收部位在十二指肠和回肠。在芦丁形成纳米粒后，其在十二指肠、回肠和空肠中的吸收速率均显著提高（P<0.05），在十二指肠和回肠中的渗透能力显著高于芦丁（P<0.01）。

芦丁为难溶性天然有效成分，在体内传递过程中存在生物利用度低等问题，本研究通过湿法介质研磨法制备Ru-NS，通过单因素试验和响应面试验优化制备工艺，成功制备出粒径为（138.47±6.33）nm，PDI为0.1401±0.0704的Ru-NS，Zeta电位为（−43.72±1.86）mV。在单因素试验中考察了稳定剂类型、芦丁原料药用量和稳定剂添加量对Ru-NS粒径和PDI的影响，其中芦丁原料药用量和稳定剂添加量对其影响较为显著。稳定剂的选择对于纳米混悬剂的稳定性至关重要。合适的稳定剂通过提供空间位阻或静电排斥力，防止颗粒聚集。而药物浓度过高会导致稳定剂无法充分覆盖颗粒表面，易导致粒径增大甚至絮凝，因此药物浓度与稳定剂的添加量的平衡是影响纳米混悬剂的关键因素^[28-29]。本研究在确定HPMC-E5为稳定剂后，选取20 mg 芦丁和2 mg HPMC-E5，为Ru-NS提供足够的空间位阻，保证了Ru-NS的稳定。在此基础上，响应面试验考察了研磨时间、氧化锆用量及研磨速度三者之间的交互关系，结果显示，最佳研磨时间为0.8 h，氧化锆珠子用量为3 ml，研磨速率为810 r/min，得Ru-NS粒径为（138.47±6.33）nm，PDI为0.14±0.07，与模型预测值接近，说明该回归模型具有良好的可靠性，不仅能较好地拟合实际情况，还具备较强的实用价值。

FT-IR和XRD分析表明，芦丁与HPMC-E5之间发生了相互作用。FT-IR谱图显示，Ru-NS的特征吸收峰与原料药芦丁和HPMC-E5的峰有所变化，表明两者之间存在分子间相互作用^[30]。XRD分析进一步证实，Ru-NS的结晶性较原料药芦丁显著降低，可能是由于纳米化过程导致的晶型转变。Ru-NS的饱和溶解度相较于芦丁原料药提高至1.52倍，表明纳米化处理显著改善了芦丁的溶解性。由于纳米混悬剂具有更大的比表面积，Ru-NS的累积释放度和溶解速率也得到显著提高，这为提高药物在肠道中的吸收提供了一定的支撑。

大鼠在体单向肠灌流法具有不损伤血管及神经的特点，可避免消化道固有的生理运动产生影响，因此本实验采用该模型进行Ru-NS在大鼠不同肠段的吸收行为研究。结果表明，芦丁和Ru-NS在不同肠段中的K_a和P_app为十二指肠 > 回肠 > 空肠 > 结肠，并且Ru-NS在十二指肠、回肠、空肠中的吸收显著提高（P < 0.05），这可能由于芦丁以纳米混悬状态直接或间接地与小肠上皮细胞接触，同时Ru-NS的小粒径，高溶解度和高释放，使其更容易到达小肠上皮细胞，从而促进药物的吸收^[31-32]。综合来看，Ru-NS在提高芦丁溶解性及肠道吸收方面表现出显著优势，为其在心血管疾病、炎症相关疾病等领域的临床应用提供了新的递药策略。